Способы контроля стерильности
Все действия по обработке и стерилизации инструментов, белья и прочего подлежат обязательному контролю. Контролируют как эффективность стерилизации, так и качество предстерилизационной подготовки.
Контроль стерильности
Методы контроля стерильности делят на прямой и непрямые. Прямой метод
Прямой метод контроля стерильности — бактериологическое исследование: специальной стерильной палочкой проводят по стерильным инструментам (коже рук хирурга или операционного поля, операционному белью и пр.), после чего помещают её в стерильную пробирку и отправляют в бактериологическую лабораторию, где проводят посев на различные питательные среды и таким образом определяют бактериальную загрязнённость.
Бактериологический метод контроля стерильности наиболее точен. Отрицательный момент — длительность проведения исследования: результат посева бывает готов лишь через 3-5 сут, а использовать инструменты нужно непосредственно после стерилизации. Поэтому бактериологическое исследование проводят в плановом порядке и по его результатам судят о методических погрешностях в работе медицинского персонала или дефектах используемого оборудования. По существующим нормативам, несколько различающимся для разного вида инструментария, бактериологическое исследование необходимо проводить 1 раз в 7-10 дней. Кроме того, 2 раза в год подобные исследования во всех подразделениях больницы проводят районные и городские санитарно-эпидемиологические службы.
Непрямые методы
Непрямые методы контроля используют в основном при термических способах стерилизации. С их помощью можно определить величину температуры, при которой проводили обработку, не давая точный ответ на вопрос о присутствии или отсутствии микрофлоры. Преимущество непрямых методов в быстроте получения результата и возможности их использования при каждой стерилизации.
При автоклавировании в бикс обычно укладывают ампулу (пробирку) с порошкообразным веществом, имеющим температуру плавления в пределах 110-120 ?С. После стерилизации при открытии бикса сестра прежде всего обращает внимание на эту ампулу: если вещество расплавилось, то материал (инструменты) можно считать стерильными, если же нет — нагревание было недостаточным и пользоваться таким материалом нельзя, так как он нестерилен. Для подобного метода наиболее часто используют бензойную кислоту (температура плавления 120 ?С), резорцин (температура плавления 119 ?С), антипирин (температура плавления 110?С). Вместо ампулы в бикс можно поместить термоиндикатор или максимальный термометр, по которому также можно определить, какова была температура во время обработки.
Аналогичные непрямые способы используют при стерилизации в сухожаровом шкафу. Однако здесь применяют вещества с более высокой температурой плавления (аскорбиновая кислота — 190 ?С, янтарная кислота — 190 ?С, тиомочевина — 180 ?С), другие термоиндикаторы или термометры.
Контроль качества предстерилизационной обработки
Для контроля качества предстерилизационной обработки используют химические вещества, с помощью которых можно обнаружить на инструментах следы неотмытой крови или остатки моющих средств. Реактивы обычно изменяют свой цвет в присутствии соответствующих веществ (крови, щелочных моющих средств). Методы используют после проведения обработки перед стерилизацией.
Для обнаружения так называемой скрытой крови наиболее часто применяют бензидиновую пробу.
Для выявления следов моющих веществ используют кислотно-щелочные индикаторы, наиболее распространена фенолфталеиновая проба.
Профилактика имплантационной инфекции
Имплантация — внедрение, вживление в организм больного искусственных, чужеродных материалов и приспособлений с определённой лечебной целью.
Особенности профилактики имплантационной инфекции
Профилактика имплантационной инфекции — обеспечение строжайшей стерильности всех предметов, внедряемых в организм больного. В отличие от контактного пути распространения инфекции, при имплантационном отмечают практически 100% контагиозность. Оставаясь в организме больного, где существуют благоприятные условия (температура, влажность, питательные вещества), микроорганизмы долго не погибают и часто начинают размножаться, вызывая нагноение. При этом внедрённое в организм инородное тело в последующем длительно поддерживает воспалительный процесс. В части случаев происходит инкапсуляция колоний микроорганизмов, которые не погибают и могут стать источником вспышки гнойного процесса через месяцы или годы. Таким образом, любое имплантированное тело — возможный источник так называемой дремлющей инфекции.
Источники имплантационной инфекции
Что же хирурги «оставляют» в организме больного? Прежде всего шовный материал. Без этого не обходится практически ни одно вмешательство. В среднем во время полостной операции хирург накладывает около 50-100 швов.
Вероятным источником имплантационной инфекции становятся дренажи — специальные трубки, предназначенные для оттока жид- костей, реже воздуха (плевральный дренаж) или предназначенные для введения лекарств (катетеры). Учитывая этот путь распространения инфекции, существует даже понятие «катетерный сепсис» (сепсис — тяжёлое общее инфекционное заболевание, см. главу 12).
Кроме шовного материала и дренажей, в организме больного остаются протезы клапанов сердца, сосудов, суставов и т.д., различные металлические конструкции (скобки, скрепки из шовных аппаратов, винты, спицы, шурупы и пластинки для остеосинтеза), специальные приспособления (кава-фильтры, спирали, стенты и пр.), синтетическая сетка, гомофасция, а иногда и трансплантированные органы.
Все имплантаты, безусловно, должны быть стерильны. Способ стерилизации зависит от того, из какого материала они выполнены. Многие протезы имеют сложную конструкцию и строгие специальные правила стерилизации. Если резиновые дренажи и катетеры можно стерилизовать в автоклаве или кипятить, то некоторые изделия из пластмассы, а также из разнородных материалов следует стерилизовать с помощью химических методов (в растворах антисептиков или газовом стерилизаторе).
В то же время сейчас основным, практически наиболее надёжным и удобным методом признана заводская стерилизация γ-лучами.
Основным вероятным источником имплантационной инфекции остаётся шовный материал, постоянно используемый хирургами.
Способы контроля стерильности. — Студопедия
Все действия по обработке и стерилизации инструментов, белья и прочего подлежат обязательному контролю. Контролируют как эффективность стерилизации, так и качество предстерилизационной подготовки.
Контроль стерильности.
Методы контроля стерильности делят на прямой и непрямые.
Прямой метод контроля стерильности – бактериологическое исследование: специальной стерильной палочкой проводят по стерильным инструментам (коже рук хирурга или операционного поля, операционному белью и пр.), после чего помещают её в стерильную пробирку и отправляют в бактериологическую лабораторию, где проводят посев на различные питательные среды и таким образом определяют бактериальную загрязнённость. Бактериологический метод контроля стерильности наиболее точен. Отрицательный момент – длительность проведения исследования: результат посева бывает готов лишь через 3 – 5 сут, а использовать инструменты нужно непосредственно после стерилизации. Поэтому бактериологическое исследование проводят в плановом порядке и по его результатам судят о методических погрешностях в работе медперсонала или в дефектах используемого оборудования. По существующим нормативам, несколько различающимся для разного вида инструментария, бактериологическое исследование необходимо проводить 1 раз в 7 – 10 дней. Кроме того, в 2 раза в год подобное исследования во всех подразделениях больницы проводят районные и городские санитарно — эпидемиологические службы. Непрямые методы – контроля используют в основном при термических способах стерилизации. С их помощью можно определить величину температуры, при которой проводили обработку, не давая точный ответ на вопрос о присутствии или отсутствии микрофлоры. Преимущество непрямых методов в быстроте получения результатов и возможности их использования при каждой стерилизации. При автоклавировании в бикс обычно укладывают ампулу (пробирку) с порошкообразным веществом, имеющим температуру плавления в пределах 110 – 120 о C. После стерилизации при открытии бикса сестра прежде всего обращает внимание на эту ампулу: если вещество расплавилось, то материал (инструменты) можно считать стерильными, если же нет – нагревание было недостаточным и пользоваться таким материалом нельзя, так как он нестерилен. Для подобного метода наиболее часто используют бензойную кислоту (температура плавления 120 о C), резоцирин (температура плавления 119 о C), антипирин (температура плавления 110 о C). Вместо ампулы в бикс можно поместить термоиндикатор или максимальный термометр, по которому также можно определить, какова была температура во время обработки. Аналогичные непрямые способы используют при стерилизации в сухожаровом шкафу. Однако здесь применяют вещества с более высокой температурой плавления (аскорбиновая кислота – 190 о C, янтарная кислота -190 о C, тиомочевина — 180 о C), другие термоиндикаторы или термометры.
Контроль стерилизации — Студопедия
1. Заключительным этапом стерилизации является контроль качества. Контроль стерилизации предусматривает:
а) проверку работы аппаратуры и режимов стерилизации
б) оценку эффективности стерилизации
2. Виды контроля качества стерилизации:
— физический технологический контроль качества — с помощью контрольно — измерительных приборов
а. химический или термический контроль качества — с использованием химических индикаторов
б. бактериологический метод контроля качества с помощью биотестов и отбором проб на стерильность.
3. Контроль режимов стерилизации проводят физическим и химическим методами. Эффективность стерилизации оценивают бактериологическим методом .
4. Медицинский персонал, использующий средства физического и химического контроля, регистрирует результаты контроля в журнале
Физический или технологический контроль качества стерилизации
Физический или технологический контроль качества- это контроль с помощью контрольно — измерительных приборов. Проверку температурного режима осуществляют с помощью термометров, которые помещают в контрольные точки стерилизаторов , проверку времени проводят по таймерам , проверку давления по манометрам. Предельные отклонения показателей не должны превышать разрешенных нормативными документами . Результаты контроля регистрирует в журнале.
Химический или термический контроль качества стерилизации
Химический или термический контроль качества проводится с использованием химических индикаторов – индикаторов типа ИС и химических тестов, которые помещают в контрольные точки. Индикаторы типа ИС (3 класс индикаторов) представляют собой полоску бумаги с нанесенным на нее индикаторным слоем. Химические тесты представляют собой стеклянные трубки, содержащие химические соединения или их смеси с красителями. При достижении заданной температуры химическое вещество изменяет агрегатное состояние ( порошок расплавляется) и/или изменяет цвет. Результаты контроля регистрирует в журнале.
В настоящее время выделяют индикаторы 4 классов:
— индикаторы 1 класса наклеиваются на упаковку и показывают лишь то,что изделие было простерилизованно.
— индикаторы 2 класса показывают полноту удаления воздуха из стерилизатора
— индикаторы 3 класса показывают достижение заданной температуры в стерилизаторе
— индикаторы 4 класса многопараметрические, показывают достижение параметров температуры, времени, давления, наклеиваются как снаружи, так и внутри упаковки, выпускаются в форме небольших пластин.
Бактериологический метод контроля качества стерилизации
Бактериологический контроль работы осуществляют с помощью биотестов и отбором проб на стерильность.
1. Биотесты представляют собой дозированное количество спор термоустойчивых микроорганизмов , помещенных в упаковку ( инсулиновые флаконы, чашечки из фольги, диски из фильтровальной бумаги — для воздушных стерилизаторов) . Биотесты помещают в контрольные точки стерилизационной камеры. Стерилизация является эффективной при отсутствии роста тест — культуры всех биотестов в сочетании с хорошими результатами физического и химического контроля.
2. Отбор проб на стерильность: в автоклаве стерилизуют контрольный бикс с перевязочным материалом и направляют его в бактериологическую лабораторию, где делают с них смывы или сотрудники бак. лаборатории делают смывы с простерилизованных в сухожаровом шкафу изделий. Смывы высевают на питательную среду , отсутствие роста микроорганизмов говорит о стерильности изделий
Автоклав.Происходит стерилизация горячим паром. Производится в биксах Шиммельбуша. После загрузки биксов автоклав закрывают герметичной крышкой и проводят необходимые манипуляции. Работу контролируют при помощи показателей манометра и термометра. 3 режима: при давлении 1,1 атм t=119,6 – 1 час, 1,5 атм t=126,8 – 45 мин, 2 атм t=132,9 – 30мин. По окончании – биксы немного оставляют в автоклаве для просушки при немного приоткрытой дверце. При извлечении биксов из автоклава закрывают отверстия в стенках биксов и отмечают дату стерилизации. Закрытый бикс сохраняет стерильность – 72 часа.
Контроль стерильности материала и режима стерилизации в автоклавах проводится прямым и непрямым (косвенным) способами.
Прямой способ — бактериологический; посев с перевязочного материала и белья или использование бактериологических тестов. Посев производят следующим образом: в операционной вскрывают бикс, маленькими кусочками марли, увлажненной изотоническим раствором хлорида натрия, несколько раз проводят по белью, после чего кусочки марли опускают в пробирку, которую направляют в бактериологическую лабораторию.
Для бактериологических тестов используют пробирки с известной спороносной непатогенной культурой микроорганизмов, которые погибают при определенной температуре. Пробирки вкладывают вглубь бикса, а по окончании стерилизации извлекают и направляют в лабораторию. Отсутствие роста микробов свидетельствует о стерильности материала. Этот тест проводят раз в 19 дней.
Непрямые способы контроля стерильности материала применяют постоянно при каждой стерилизации. Для этого используют вещества с определенной точкой плавления: бензойную кислоту (120 °С), резорбции (119 °С), антипирин (110 °С). Эти вещества выпускаются в ампулах. Их применяют также в пробирках (по 0,5 г), закрытых марлевой пробкой. В бикс между слоями стерилизуемого материала закладывают 1—2 ампулы. Расплавление порошка и превращение его в сплошную массу указывают на то, что температура в биксе была равна точке плавления контрольного вещества или превышала ее. Для контроля режима стерилизации в сухожаровых стерилизаторах используют порошкообразные вещества с более высокой точкой плавления: аскорбиновую кислоту (187—192 °С), янтарную кислоту (180—184 °С), пилокарпина гидрохлорид (200 °С), тиомочевину (180 °С).
Более объективным из непрямых методов контроля режима стерилизации является термометрия. В каждый бикс между стерилизуемым материалом укладывают 1— 2 термометра. Их показатели отражают максимальную температуру, но не указывают время экспозиции (в течение какого периода эта температура поддерживалась в биксе), в связи с чем и этот метод не исключает прямого контроля стерильности с использованием бактериологических тестов.
Хранение стерильного материала. Стерильный материал хранят в специальном помещении. Не допускается хранение в одном помещении нестерильных и стерильных материалов. Стерильность материала в биксах (если они не открывались) сохраняется в течение 48 ч. Если материалы были помещены в полотняные упаковки (полотенца, простыни, пеленки) и для стерилизации уложены в биксы (например, системы для переливания крови, резиновые дренажи, шприцы), они могут храниться в этих биксах до 3 сут. При централизованной стерилизации шприцы сохраняют стерильность в течение 25 дней.
Способы контроля стерильности
Все действия по обработке и стерилизации
инструментов, белья и прочего подлежат
обязательному контролю. Контролируют
как эффективность стерилизации, так и
качество предстерилизационной подготовки.
Контроль стерильности
Методы контроля стерильности делят на
прямой и непрямые.
Прямой метод
Прямой метод контроля стерильности —
бактериологическое исследование:
специальной стерильной палочкой проводят
по стерильным инструментам (коже рук
хирурга или операционного поля,
операционному белью и пр.), после чего
помещают её в стерильную пробирку и
отправляют в бактериологическую
лабораторию, где проводят посев на
различные питательные среды и таким
образом определяют бактериальную
загрязнённость.
Бактериологический метод контроля
стерильности наиболее точен. Отрицательный
момент — длительность проведения
исследования: результат посева бывает
готов лишь через 3-5 сут, а использовать
инструменты нужно непосредственно
после стерилизации. Поэтому
бактериологическое исследование
проводят в плановом порядке и по его
результатам судят о методических
погрешностях в работе медицинского
персонала или дефектах используемого
оборудования. По существующим нормативам,
несколько различающимся для разного
вида инструментария, бактериологическое
исследование необходимо проводить 1
раз в 7-10 дней. Кроме того, 2 раза в год
подобные исследования во всех
подразделениях больницы проводят
районные и городские санитарно-эпидемиологические
службы.
Непрямые методы
Непрямые методы контроля используют в
основном при термических способах
стерилизации. С их помощью можно
определить величину температуры, при
которой проводили обработку, не давая
точный ответ на вопрос о присутствии
или отсутствии микрофлоры. Преимущество
непрямых методов в быстроте получения
результата и возможности их использования
при каждой стерилизации.
При автоклавировании в бикс обычно
укладывают ампулу (пробирку) с
порошкообразным веществом, имеющим
температуру плавления в пределах 110-120
°С. После стерилизации при открытии
бикса сестра прежде всего обращает
внимание на эту ампулу: если вещество
расплавилось, то материал (инструменты)
можно считать стерильными, если же нет
— нагревание было недостаточным и
пользоваться таким материалом нельзя,
так как он нестерилен. Для подобного
метода наиболее часто используют
бензойную кислоту (температура плавления
120 °С), резорцин (температура плавления
119 °С), антипирин (температура плавления
110 °С). Вместо ампулы в бикс можно поместить
термоиндикатор или максимальный
термометр, по которому также можно
определить, какова была температура во
время обработки.
Аналогичные непрямые способы используют
при стерилизации в сухожаровом шкафу.
Однако здесь применяют вещества с более
высокой температурой плавления
(аскорбиновая кислота — 190 °С, янтарная
кислота — 190 °С, тиомочевина — 180 °С), другие
термоиндикаторы или термометры.
Контроль качества предстерилизационной
обработки
Для контроля качества предстерилизационной
обработки используют химические
вещества, с помощью которых можно
обнаружить на инструментах следы
неотмытой крови или остатки моющих
средств. Реактивы обычно изменяют свой
цвет в присутствии соответствующих
веществ (крови, щелочных моющих средств).
Методы используют после проведения
обработки перед стерилизацией.
Для обнаружения так называемой скрытой
крови наиболее часто применяют
бензидиновую пробу.
Для выявления следов моющих веществ
используют кислотно-щелочные индикаторы,
наиболее распространена фенолфталеиновая
проба.
(9) СПОСОБЫ КОНТРОЛЯ СТЕРИЛЬНОСТИ — Med24info.com
Все действия по обработке и стерилизации инструментов, белья и пр. подлежат обязательному контролю. Контролируют как эффективность стерилизации, так и качество предстерилизационной подготовки.
а) Контроль стерильности
Все методы контроля стерильности делят на прямой и непрямые.
Прямым методом контроля стерильности является бактериологическое исследование: специальной стерильной палочкой проводят по стерильным инструментам (коже рук хирурга или операционного поля, операционному белью и пр.), после чего помещают ее в стерильную пробирку и отправляют в бактериологическую лабораторию, где производят посев на различные питательные среды и таким образом определяют бактериальную загрязненность.
Бактериологический метод контроля стерильности является наиболее точным. Отрицательным моментом является длительность проведения исследования: результат посева будет готов лишь через 3-5 суток, а использовать инструменты нужно непосредственно после стерилизации. Поэтому бактериологическое исследование проводится в плановом порядке и по его результатам судят о методических погрешностях в работе медицинского персонала или дефектах используемого оборудования. По существующим нормативам, несколько различающимся для разного вида инструментария, бактериологическое исследование должно проводиться 1 раз в 7-10 дней. Кроме того, 2 раза в год подобные исследования по всем подразделениям проводят в больнице районные и городские санитарно-эпидемиологические службы.
Непрямые методы контроля используются в основном при термических способах стерилизации и позволяют определить величину температуры, при которой проводилась обработка, не давая точный ответ на присутствие или отсутствие микрофлоры. Преимущество непрямых методов в быстроте получения результата и возможности использования при каждой стерилизации.
При автоклавировании в бикс обычно укладывают ампулу (пробирку) с порошкообразным веществом, имеющим температуру плавления в пределах 110-120°С. После стерилизации при открытии бикса сестра прежде всего обращает внимание на эту ампулу: если вещество расплавилось, то материал (инструменты) можно считать стерильными. Если же нет — нагревание было недостаточным и пользоваться таким материалом нельзя — он нестерилен. Для подобного метода наиболее часто используются: бензойная кислота (t° плавл. — 120°С), резорцин (t° плавл. — 119°С), антипирин (t° плавл. — 110°С). Вместо ампулы в бикс можно поместить термоиндикатор или максимальный термометр, по которым также можно определить, достигалась ли в процессе обработки необходимая температура.
Аналогичные непрямые способы используются при стерилизации в сухожаровом шкафу. Однако здесь используют вещества с более высокими точками плавления (аскорбиновая кислота « 190°С, янтарная кислота — 190°С, тиомочевина ~ 180°С), другие термоиндикаторы или термометры.
б) Контроль качества предстерилизационной обработки
Для контроля за качеством предстерилизационной обработки используются химические вещества, с помощью которых можно обнаружить на инструментах следы неотмытой крови или остатки моющих средств. Реактивы обычно изменяют свой цвет в присутствии соответствующих веществ (кровь, щелочные моющие средства). Методы используются после проведения обработки перед стерилизацией.
Для обнаружения так называемой скрытой крови наиболее часто используется бензидиновая проба.
Для выявления следов моющих веществ используют кислотно-щелочные индикаторы, наиболее распространена фенол-фталеиновая проба.
В комплексе мероприятий по стерилизации изделий медицинского назначения важное значение имеет организация и проведение контроля за ее эффективностью. Используемые до настоящего времени методы и средства контроля не всегда позволяют выявить дефекты стерилизации, что влечет за собой повышение уровня внутрибольничных инфекций.
Наиболее распространенными ошибками при ручной чистке и дезинфекции являются. Откладывание этих процессов, что приводит к высыханию загрязняющих веществ, особенно на труднодоступных поверхностях. Применить к последнему полосканию простой воды, что вызывает осаждение на инструментах.
Неправильный выбор стиральных и дезинфицирующих средств, несовместимых с материалами, из которых изготовлены инструменты. Создание дезинфицирующих растворов с недостаточной концентрацией. Регулярно не контролируется минимальная эффективная концентрация дезинфицирующих средств.
Контроль эффективности работы стерилизационного оборудования осуществляется физическими, химическими и биологическим (бактериологическим) методами. Надежность этих методов неодинакова. Физические и химические методы предназначены для оперативного контроля и позволяют контролировать соблюдение параметров режимов паровой, газовой, воздушной стерилизации, температуру, давление, экспозицию. Недостаток этих методов заключается в том, что они не могут служить доказательством эффективной стерилизации. Достоверным для определения эффективности является только бактериологический метод.
Процесс очистки и дезинфекции должен контролироваться и контролироваться надлежащим образом. Чистящие средства для автоматической дезинфекции должны быть проверены с помощью различных проверок валидации процесса. Эффективность очистки. Микробиологические показатели.
Дозирование химических веществ. Качество воды. Провода. Рабочий цикл. Важно использовать методы контроля, которые являются объективными, стандартными и воспроизводимыми. Ежедневные тесты. Свободное перемещение распылителей. Еженедельные тесты. Испытания остатков.
Физические методы
Физические методы контроля осуществляются с помощью средств измерения температуры (термометры, термопары), давления (манометры, мановакуумметры) и времени (таймеры). Современные стерилизаторы оснащены также записывающими устройствами, фиксирующими отдельные параметры каждого цикла стерилизации.
Ежеквартальные тесты. Ежегодные испытания и повторная аттестация. Испытание воды. Химическая дозировка. Термодезинфекционные термометры. Точная стирка и эффективная дезинфекция инструментов до стерилизации необходимы для обеспечения безопасности пациентов во время операции. Неправильно очищенные инструменты и эндоскопы могут привести к заражению хирургического участка и вызвать пирогенные эффекты.
После процесса очистки и дезинфекции хирургические инструменты должны быть проверены на предмет чистоты и качества работы, износа и функциональности. Контроль износа и правильной работы инструментов обычно невозможен во время приема оборудования для стерилизации, поскольку инструменты загрязнены и, по соображениям безопасности, должны быть подделаны. По этой причине трудно определить, что привело к сбою медицинского устройства. Мероприятие могло состояться в хирургическом отделении, во время транспортировки или в отделении стерилизации.
Химические методы
В течение десятков лет для проведения химического контроля применялись химические вещества, изменяющие свое агрегатное состояние или цвет при температуре, близкой к температуре стерилизации (бензойная кислота для контроля паровой стерилизации, сахароза, гидрохинон и ряд других веществ — для контроля воздушной стерилизации). При изменении цвета и расплавлении указанных веществ результат стерилизации признавался удовлетворительным. Однако многолетние наблюдения и данные литературы указывают, что при удовлетворительных результатах химического контроля с помощью названных индикаторов, бактериологический контроль в ряде случаев (до 12%) выявляет неудовлетворительный результат стерилизации.
Независимо от того, где он был поврежден, элемент управления предназначен для поиска всех поврежденных инструментов, ссылки на них для ремонта, обслуживания или удаления, так что конечный пользователь имеет только безопасные и безопасные инструменты. Хирургические инструменты должны быть упакованы в прямом или навесном положении в открытом или защемленном положении, в хирургических наборах или индивидуально. Открытые шарнирные инструменты должны быть защищены от случайного закрытия, например, с помощью специальных корпусов инструментов.
Кроме того, эти вещества имеют существенный недостаток. Переход их в другое агрегатное состояние не дает представления о продолжительности воздействия температуры, при которой происходит их расплавление.
Принимая во внимание недостаточную достоверность использования указанных индикаторов для контроля, а также значительную трудоемкость и неудобство их практического применения, в 70-х годах были разработаны химические индикаторы, изменение цвета которых происходит при воздействии температуры, принятой для данного режима, в течение времени, необходимого для стерилизации. По изменению окраски этих индикаторов можно судить о том, что основные параметры процесса стерилизации — температура и время — выдержаны. Длительное применение таких индикаторов показало их высокую надежность.
Способ упаковки должен позволять открывать упаковку асептическим образом и обеспечивать стерильность продукта при его использовании у конечного пользователя. Только для того, чтобы легко удалить содержимое, оберните бумажные пакеты и пакеты из фольги и мешочки. Сохранение размера упаковки обычно приводит к увеличению потребления материалов и затрат, так как большие части продукта загрязняются во время вскрытия и их необходимо повторно стерилизовать или утилизировать.
Стерилизационные процессы в больницах намного сложнее и сложнее и поэтому более рискованны, чем ошибки в промышленности или аптеке. Больницы используют различные методы стерилизации: пар, окись этилена, газовую плазму, пероксид водорода, стерилизацию пара-формальдегида, перуксусную кислоту, горячий сухой воздух. Каждый из этих методов имеет ограничения и критические моменты. При паровой стерилизации существуют различные способы удаления воздуха и проникновения водяного пара. Паровые ванны обычно стерилизуют смешанные корма: пористые материалы, твердые инструменты, инструменты со светом.
Более сложные индикаторы предназначены для контроля критических параметров процесса стерилизации. Критическими параметрами являются: для парового метода стерилизации — температура, время воздействия данной температуры, водяной насыщенный пар; для воздушного метода стерилизации — температура и время воздействия данной температуры; для газовых методов стерилизации — концентрация используемого газа, температура, время воздействия, уровень относительной влажности; для радиационной стерилизации — полная поглощенная доза.
Эффективность этого процесса зависит от обеспечения контакта водяного пара со всеми поверхностями стерилизованных продуктов и материалов. Многие стерилизаторы, используемые в Польше, старше 10 лет. Они часто не оснащены системой регистрации параметров стерилизации или являются н
Автоклав Обзор
Последнее обновление: 31 октября 2016 г. 9:45:31 PDT
Изучите назначение и ограничения автоклавов, типы циклов и процедуры для безопасного и эффективного автоклавирования.
Цель
Автоклавирование, иногда называемое паровой стерилизацией, — это использование пара под давлением для уничтожения инфекционных агентов и денатурирующих белков. Этот вид «мокрого тепла» считается наиболее надежным методом стерилизации лабораторного оборудования и обеззараживания биологически опасных отходов.
Другие методы дезактивации — сухое тепло, ультрафиолетовое или ионизирующее излучение, а также дезинфекция жидкости, газа или пара — не являются подходящей заменой автоклавированию или сжиганию перед утилизацией биологически опасного материала. Автоклавы не удаляют химические загрязнения.
Операционные процедуры
При правильном использовании автоклавы безопасны и высокоэффективны. Автоклавы используют насыщенный пар под давлением приблизительно 15 фунтов на квадратный дюйм для достижения температуры в камере не менее 250 ° F (121 ° C) в течение предписанного времени — обычно 30–60 минут.
В дополнение к надлежащей температуре и времени, предотвращение захвата воздуха имеет решающее значение для достижения стерильности. Стерилизуемый материал должен вступать в контакт с паром и теплом.
Использование автоклава требует осторожности и соблюдения строгих нормативных и эксплуатационных требований. Для рабочих процедур читать:
Автоклав циклов
Существует 2 основных цикла автоклавирования:
- Гравитация или «быстрый выхлоп»
- Жидкость или «медленный выхлоп»
Оба цикла и материалы, подходящие для каждого цикла, описаны ниже.
цикл | Материалы | Описание |
Гравитация или «быстрый выхлоп» | Галантерея, изделия из стекла и т. Д. | Этот цикл заряжает камеру паром и поддерживает ее при установленном давлении и температуре в течение установленного периода времени. В конце цикла открывается клапан, и камера быстро возвращается к атмосферному давлению. Время сушки также может быть добавлено к циклу. |
Жидкость или «медленный выхлоп» | Жидкости | Этот цикл предотвращает кипение стерилизованных жидкостей. В конце цикла пар медленно истощается, позволяя жидкостям (которые будут перегреты) остывать. |
Мониторинг стерильности
Химический индикатор (например, автоклавная лента) должен использоваться с каждой загрузкой, помещенной в автоклав. Однако использование только автоклавной ленты не является адекватным средством контроля эффективности.Мониторинг стерильности в автоклаве должен проводиться не реже одного раза в месяц с использованием соответствующих биологических индикаторов (полоски спор Bacillus stearothermophilus), размещенных в местах по всему автоклаву.
Споры, которые могут выживать при 250 ° F в течение 5 минут, но погибают при 250 ° F в течение 13 минут, более устойчивы к нагреванию, чем большинство, что обеспечивает достаточный запас прочности при проверке процедур дезактивации. Каждый тип используемого контейнера должен быть проверен на наличие спор, поскольку его эффективность зависит от нагрузки, объема жидкости и т. Д.
Помогите UCSD выйти вперед!
Индикаторная лента для автоклавов некоторых марок может содержать свинец. Узнайте больше о возможных высоких уровнях содержания свинца в автоклавной ленте, о том, как правильно ее утилизировать, и об альтернативах, не содержащих свинец.
Примечание: Утилизация опасных отходов с использованием раковин, преднамеренного испарения или использования обычного мусора является нарушением закона. Лаборатории кампуса должны соблюдать строгие государственные и федеральные требования по утилизации отходов. Вы можете быть привлечены к ответственности за нарушение действующего законодательства.
Руководство по процессу стерилизации в автоклаве
| Тутнауэр
Перейти к основному содержанию
Переключить навигацию
Блог
Подписывайся
контакт
Коронавирус
медицинская
зубоврачебный
лаборатория
ветеринарный
Серия обучения
Основы стерилизации
Распространение инфекций
Инфекционный контроль
.
400. Соответствующие разделы BP / Ph Eur: «Тест на стерильность исследуемого продукта»; «Валидационный тест»; «Наблюдение и интерпретация результатов»; «Применение теста для парентеральных препаратов, офтальмологических и других неинъекционных препаратов, необходимых для соответствия тесту на стерильность»
Общая методология
401. Испытания на стерильность проводят методом мембранной фильтрации, методом прямого переноса или добавлением концентрированной среды к продукту.Метод мембранной фильтрации следует использовать в качестве метода выбора, где это возможно.
402. Жидкая тиогликоллатная среда (среда 1) и дайджест-среда соевого казеина (среда 2) являются средами, обычно используемыми для тестов на стерильность (см. Раздел 6). Альтернативные типы носителей могут быть подходящими, если природа продукта или метод производства могут привести к присутствию привередливых организмов (например, вакцин, продуктов крови). Валидационные исследования должны показать, что альтернативные среды способны поддерживать рост широкого спектра микроорганизмов в присутствии продукта.
403. Если тестируемый препарат обладает антимикробным эффектом, эти эффекты могут быть уменьшены или нейтрализованы путем добавления соответствующего вещества в указанную тестовую среду, в разбавители или растворители или в препарат перед тестированием. Среды, модифицированные таким образом, должны подвергаться испытаниям, описанным для немодифицированных сред в пунктах 608-616, и должны использоваться только в тестах на стерильность, если установлено, что они соответствуют.
404. Контейнеры со средой 1 инкубируют при 30-35 ° C и со средой 2 при 20-25 ° C.
Подтверждение метода испытаний
405. Прежде чем проводить тесты на стерильность для любого продукта, необходимо продемонстрировать правильность метода тестирования, используемого для восстановления небольшого количества микроорганизмов в присутствии продукта (см. Приложение I ). Руководство по получению небольшого количества растительных организмов и спор ). Предпочтительно добавлять эти заражающие организмы непосредственно в продукт перед мембранной фильтрацией или прямой инокуляцией; там, где это невозможно из-за ингибирования или необратимого связывания продукта, организмы, вызывающие заражение, должны добавляться к последнему раствору для промывки, если используется метод мембранной фильтрации, или непосредственно в среду, содержащую продукт, если используется прямой метод.
406. Валидация должна имитировать собственно испытание во всех деталях, таких как объемы используемых сред, количества и разбавления продукта и разбавителей: подход зависит от метода испытания, и подробности приведены в каждом разделе. Это может быть выполнено одновременно с фактическим тестом на стерильность, но должно быть подтверждено как успешное, прежде чем результаты теста на стерильность будут интерпретированы.
407. Валидация должна проводиться, когда тест на стерильность должен проводиться на переработанном или новом продукте, или когда есть изменения в экспериментальных условиях теста.Эффективная практика заключается в повторной проверке методологии тестирования каждые 12 месяцев, хотя это не является фармакопейным требованием, и частота может варьироваться в зависимости от частоты производства, природы и ингредиентов продукта, а также частоты проведения стазис-тестирования.
408. Если метод испытания не может быть удовлетворительно подтвержден, регулирующий орган должен быть уведомлен.
409. Все процедуры проверки должны выполняться персоналом, ответственным за рутинные испытания продукта, и должны выполняться для каждого предприятия, производящего этот продукт.
Способ мембранной фильтрации
Процедуры
410. Фильтр должен представлять собой мембранный фильтрующий диск из сложных эфиров целлюлозы или других подходящих пластиков, имеющий номинальный средний диаметр пор, не превышающий 0,45 мкм. Мембрана должна быть прочно удерживаются в блоке фильтрации, которая состоит из несущей основы для мембраны, емкость для жидкости, подлежащие испытанию, сборный резервуар для фильтрованной жидкости, а также необходимых труб или соединений. Устройство спроектировано таким образом, что фильтруемый раствор можно вводить и фильтровать в асептических условиях.Он позволяет асептическое удаление мембраны для переноса в среду или подходит для проведения инкубации после добавления среды в сам аппарат.
411. Если продукт обладает антимикробной активностью, рекомендуется использовать мембраны с гидрофобными краями, чтобы облегчить мытье, если не используются автономные системы канистр.
412. Фильтры из нитрата целлюлозы рекомендуются для водных, масляных и слабоалкогольных растворов и фильтры из ацетата целлюлозы для сильно спиртовых растворов.
413. Весь блок должен быть стерилизован соответствующими средствами с установленным мембранным фильтром и стерильными воздуховодами. Метод стерилизации не должен быть вредным для мембраны, например, ослаблять ее или изменять номинальный средний диаметр пор. Стерильные дыхательные пути должны обеспечивать свободный доступ к стерилизующему агенту. После стерилизации аппарат не должен иметь утечек в атмосферу, кроме как через стерильные дыхательные пути.
414. Фильтр следует предварительно смачивать разбавителем или растворителем перед фильтрацией, чтобы минимизировать удерживание образца, особенно там, где тестируются небольшие объемы и антибиотики.Визуальная проверка целостности фильтрующей мембраны должна проводиться после завершения фильтрации, и испытание должно быть недействительным, если обнаружены дефекты.
415. Конкретные разбавители, указанные в Таблице 4 и в разделах ниже, не являются обязательными, и могут использоваться альтернативы, если они совместимы с мембраной и не обладают антимикробной активностью, как показали валидационные исследования. Предполагается, что в описанных ниже методах используются мембраны диаметром приблизительно 50 мм.Если используются фильтры другого диаметра, объемы разбавителей и моющих растворов должны быть соответствующим образом отрегулированы. Общий объем, промытый через одну единственную мембрану, не должен превышать 1000 мл, если иное не обосновано и не разрешено.
Водные растворы и суспензии, которые могут быть отфильтрованы напрямую
416. Предписанные объемы (таблицы 2 и 3) водных растворов и суспензий, которые могут быть отфильтрованы без предварительной обработки или разбавления, переносятся из контейнеров продукта в стерильную фильтрационную установку.Фильтрация затем осуществляется с помощью всасывания или давления.
417. Без промедления фильтрующую мембрану (мембраны) следует промыть не менее трех раз разбавителем, указанным в таблице 4, или его эквивалентом. На протяжении всей операции мембрана должна оставаться покрытой жидкостью. Если исходный препарат содержит консервант или обладает присущей ему антимикробной активностью, могут потребоваться дополнительные промывки и / или разбавитель может включать антимикробный инактиватор. Объем разбавителя должен быть равен объему, используемому во время проверки.
418. После фильтрации и промывки, асептически разделите фильтр на две части с примерно равной площадью поверхности и перенесите одну часть в среду 1, а другую в среду 2.
419. Объем носителя 1 должен быть таким, чтобы воздушное пространство над средой в контейнере было минимальным. Объем Среды 2 должен быть таким, чтобы над средой оставалось достаточное воздушное пространство, чтобы обеспечить условия, обеспечивающие рост облигатных аэробов.Это условие применяется независимо от используемой системы фильтрации.
| класс образца | Обработка перед фильтрацией (раствор или разбавление) 3 | Разбавитель для промывки после фильтрации 3 | |
|---|---|---|---|
| Водные растворы | , содержащий лецитин | — | Разбавитель 2 |
| Другие | — | Разбавитель 1 или 2 | |
| С ингредиентом, содержащим бета-лактамное кольцо | Разбавитель 3 (одна или несколько промывок) | ||
| Водорастворимые вещества | , содержащий лецитин | Растворить в стерильной воде или подходящем растворителе | Разбавитель 2 |
| Другие | Растворить в стерильной воде или подходящем растворителе | Разбавитель 1 или 2 | |
| С ингредиентом, содержащим бета-лактамное кольцо | Растворить в стерильной воде или подходящем растворителе или разбавителе 3 | Разбавитель 3 (одна или несколько промывок) | |
| Нерастворимые в воде вещества (в твердой форме или в виде водной суспензии) | , содержащий лецитин | Подходящий растворитель | Разбавитель 2 |
| Не содержит лецитин | Подходящий растворитель | Разбавитель 1 или 2 | |
| , содержащий бета-лактамный антибиотик | Разбавитель 3 или другой растворитель, содержащий пенициллиназу | Разбавитель 3 | |
| Мази и масляные препараты | Растворить в подходящем растворителе 2 | Разбавитель 2 | |
420. Если используется испытательный прибор, в котором среда добавлена в аппарат, а мембрана инкубирована на месте, образец следует разделить на две единицы или кратные. Добавьте Medium 1 к одному из юнитов и Medium 2 к другому юниту.
421. Минимальный тест — это тот, при котором одна мембрана делится на две части, а одна часть инокулируется в среду 1, а другая в среду 2. Количество проверенных контейнеров может быть увеличено для увеличения статистической информации, представленной тест.Если полный образец не может быть пропущен через одну мембрану из-за трудностей фильтрации или неприемлемых уровней остаточного антимикробного вещества (веществ) в фильтрующей мембране, образец может быть разделен на порции и каждый отфильтрован отдельно. Однако перенос мембран или частей мембран в две среды не должен отличаться от указанных выше пропорций. Инкубируйте тестовые сосуды со средой 1 при 30 — 35 ° C и сосуды со средой 2 при 20 — 25 ° C.
Водные растворы и суспензии, которые необходимо разбавить или обработать до фильтрации
422. Если водные растворы или суспензии должны быть разбавлены или обработаны до фильтрации, они должны быть разбавлены разбавителями, указанными в таблице 4, или подходящим альтернативным стерильным разбавителем или растворителем и должны быть отфильтрованы, промыты или обработаны иным образом, как те, которые могут быть отфильтрованы напрямую.
423. «Подходящей альтернативой» является любой другой стерилизованный разбавитель, в котором суспендированное вещество растворимо или который позволяет веществу проходить через фильтр. Такие альтернативные разбавители не должны проявлять антимикробную активность, как показали валидационные исследования.
424. Разбавленный или обработанный препарат следует фильтровать, как описано выше в пунктах 416-421.
Растворимые или диспергируемые твердые вещества
425. Перед фильтрацией количество твердого вещества, подлежащего испытанию (см. Таблицы 2 и 3), переносится из каждого контейнера в один или несколько сосудов, которые нужно объединить, растворить или обработать иным способом, как это разрешено этим методом. Это должно быть сделано в одном или нескольких сосудах, содержащих подходящий растворитель.
426. В случае твердых веществ в конечной лекарственной форме измеренные объемы подходящего растворителя могут быть добавлены непосредственно в конечные контейнеры, и затем испытуемый образец может быть извлечен в форме раствора или суспензии.
427. Подходящие разбавители для использования в этих операциях перечислены в таблице 4. «Подходящий растворитель» для растворения нерастворимого в воде твердого вещества представляет собой растворитель или жидкость, которая способствует растворению твердого вещества и его прохождению через фильтры. Он должен быть стерильным и не должен проявлять антимикробную активность или изменять номинальный диаметр пор фильтрующей мембраны в условиях теста, как показали валидационные исследования.
428. Полученный препарат следует отфильтровать, как описано выше в пунктах 416-421.
Мази и масляные препараты
429. Масла и масляные растворы с достаточно низкой вязкостью могут фильтроваться без разбавления через сухую мембрану.
430. Вязкие масла могут быть при необходимости разбавлены подходящим стерильным разбавителем, таким как изопропилмиристат, который, как показано, не обладает антимикробной активностью в условиях теста.
431. Дайте маслу проникнуть через мембрану под действием собственного веса, затем отфильтруйте, постепенно применяя давление или всасывание. Вымойте мембрану не менее трех раз, отфильтровав через нее около 100 мл подходящего стерильного раствора, такого как разбавитель 2.
432. Мази на жировой основе и эмульсии типа вода в масле могут быть разбавлены до 1% в изопропилмиристате при температуре 40 ° С, но не более 44 ° С. Как можно быстрее препарат следует отфильтровать и промыть мембраны без промедления, как описано выше для масел и масляных растворов.
433. Полученный препарат и фильтры следует культивировать, как описано выше в пунктах 418-421.
| Микроорганизм | Условия инкубации | ||
|---|---|---|---|
| Виды | Подходящий штамм | Температура (° C) | Максимальная продолжительность |
Тип: анаэробные бактерии | 30 — 35 | 3 дня для стимулирования роста. 5 дней для проверки и стазиса. | |
| Clostridium sporogenes | ATCC 19404 CIP 79,3 NCTC 532 ATCC 11437 | ||
Тип: аэробные бактерии | 30 — 35 | 3 дня для стимулирования роста. 5 дней для проверки и стазиса. | |
| золотистый стафилококк | ATCC 6538 CIP 4.83 NCTC 10788 NCIMB 9518 | ||
| Pseudomonas aeruginosa | ATCC 9027 NCIMB 8626 CIP 82.118 | ||
| Bacillus subtilis | ATCC 6633 CIP 52,62 NCIMB 8054 | 20 — 25 | |
Тип: грибы | 20 — 25 | 5 дней | |
| Candida Albicans | ATCC 10231 IP 48.72 NCPF 3179 | ||
| Aspergillus niger | ATCC 16404 IP 1431,83 IMI 149007 | ||
Первоначальная проверка метода испытаний — тестирование на остаточную антимикробную активность
434. Чтобы проверить метод испытаний, выполните процедуры испытаний, как описано в соответствующем разделе выше, вплоть до окончательной процедуры мойки. К финальной промывке добавляют инокулят не более 100 жизнеспособных клеток каждой из указанных аэробных бактерий, анаэробных бактерий и грибков., (Руководство по приготовлению инокулята см. В Приложении I Руководство по получению небольшого количества растительных организмов и спор ).
435. Добавить Clostridium sporogenes ATCC 19404, Staphylococcus aureus ATCC 6538 и Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027 для 1-й и Candida albicans ATCC 10231, BACillus subtilis и ATCC-28270000 АЦСС АТСС 6531 и АТСС до среднего 2. Другие подходящие штаммы заражающих организмов перечислены в таблице 5.,
436. После того, как последний фильтр с добавленными микроорганизмами был пропущен через фильтр, инкубируйте один фильтрующий диск в среде 1 при 30 — 35 ° C и один в среде 2 при 20 — 25 ° C.
437. Если в тесте по обоснованным причинам должны использоваться разные условия культивирования, они должны быть проверены с использованием контрольных организмов, соответствующих условиям.
438. Периодически штаммы микроорганизмов, собираемых в производственных условиях, должны использоваться в качестве контрольных организмов.
439. Рост каждого из добавленных микроорганизмов должен быть очевиден в течение 48 часов. Если заметный рост не происходит в течение 5 дней для каждой бактерии и грибка, процедура испытания является недействительной и должна быть изменена (например, с помощью дополнительных промывок, использования антагонистов противомикробного средства или другой процедуры) до тех пор, пока заметный рост не произойдет, когда испытания, как указано выше осуществляются.
440. Если обнаружено, что мембрана не обладает такой антимикробной активностью при первом тестировании или после модификации процедур, применение теста к каждому образцу не требуется.(См. Также пункт 407).
Способ прямой передачи
Процедуры
Жидкости и растворимые или диспергируемые твердые вещества
441. Перенесите количество исследуемого препарата, как указано в Таблице 3, непосредственно в Среду 1 и Среду 2. Приблизительно равные количества препарата следует добавить в каждый сосуд среды. Инкубируйте испытательные сосуды со средой 1 при 30 — 35 ° C и сосуды со средой 2 при 20 — 25 ° C.
442. Объем носителя 1 должен быть таким, чтобы воздушное пространство над средой в контейнере было минимальным. Объем Среды 2 должен быть таким, чтобы над средой оставалось достаточное воздушное пространство, чтобы обеспечить условия, обеспечивающие рост облигатных аэробов.
443. Если не указано иное, ни в коем случае объем испытуемого материала не должен превышать 10% объема только одной среды, то есть 90% среды и 10% продукта.
444. В случае растворимых или диспергируемых твердых веществ, измеренный объем очищенной воды или подходящего стерилизованного разбавителя или растворителя, который не проявляет антимикробную активность, как показали валидационные исследования, следует добавлять в каждый контейнер твердого вещества.После того, как содержимое было растворено или диспергировано, указанное количество продукта должно быть добавлено в виде раствора или суспензии в тестовую среду. Альтернативно, твердый материал может быть перенесен непосредственно в тестовую среду.
445. Если необходимо протестировать большой объем продукта, может быть предпочтительным использование концентрированных сред, приготовленных таким образом, чтобы принять во внимание последующее разбавление. При необходимости концентрированная среда может быть добавлена непосредственно к продукту в его контейнере.
446. Любые дополнительные разбавители, растворители или процедуры для проведения испытания должны быть утверждены.
Твердые изделия
447. По возможности твердые изделия, такие как устройства, следует проверять путем погружения в питательную среду или ее заполнения.
448. Асептически демонтируйте все изделия настолько полно, насколько это возможно. Такие предметы, как трубки, возможно, придется разрезать. Другие изделия, возможно, придется разбить на более мелкие части, чтобы обеспечить доступ среды ко всем поверхностям изделия.
449. Погрузите все части каждого изделия в достаточное количество среды, содержащейся в одном сосуде, чтобы полностью покрыть все части. Объем носителя 1 должен быть таким, чтобы воздушное пространство над средой в контейнере было минимальным. Объем Среды 2 должен быть таким, чтобы над средой оставалось достаточное воздушное пространство, чтобы обеспечить условия, обеспечивающие рост облигатных аэробов.
450. Поместите половину предметов в среду 1, а оставшуюся половину в среду 2.Инкубируйте испытательные сосуды со средой 1 при 30 — 35 ° C и сосуды со средой 2 при 20 — 25 ° C.
451. Если продукт представляет собой повязку, нет необходимости проверять изделие целиком. Как минимум, порции по 100-500 мг следует нарезать из той части повязки, которая наиболее недоступна для стерилизующего вещества. Статьи могут быть объединены.
452. Если размер изделия такой, что все его части не покрыты 2000 мл среды, то те части, которые наиболее легко доступны для стерилизующего средства, могут быть опущены.Если продукт не является повязкой, до того, как будет принято испытание, в котором некоторые части изделия не используются в ходе обычных испытаний, предлагаемую процедуру следует обсудить с компетентным органом. Части статьи не должны быть исключены из тестирования для объединения статей.
453. В качестве альтернативы можно использовать более крупный сосуд, содержащий дополнительную среду и способный вместить все части изделия.
454. В качестве альтернативы, если большой предмет не может быть легко разрезан на куски, или только канал для жидкости устройства предназначен для стерилизации, среда должна быть добавлена к изделию в асептических условиях и затем должна быть запечатана и инкубирована.
455. Если ни один из вышеперечисленных методов не осуществим, изделие можно трижды промыть подходящим объемом среды, чтобы все поверхности изделия, которые должны быть стерильными, вступили в тесный контакт со средой. Все промывки каждого изделия затем испытываются методом мембранной фильтрации. Этот метод не так чувствителен, как описанные выше, потому что микроорганизмы, прилипшие к поверхности, не могут быть удалены путем мытья. Это следует использовать только в качестве крайней меры.
456. Необходимо следить за тем, чтобы захваченный воздух не препятствовал контакту среды со всеми частями внутренних поверхностей изделия. Для облегчения этого контакта сурфактант включен в среду 1 и среду 2; Среда 1 также может быть модифицирована отсутствием агара.
Мази и масляные препараты
457. Мази и масляные препараты могут быть испытаны методом прямой передачи, если тестирование методом мембранной фильтрации невозможно, т.е.е. когда подходящий растворитель недоступен (см. пункты 429-430).
458. Перед добавлением в среду мази и кремы могут быть разбавлены приблизительно 1 в 10 путем эмульгирования с подходящим эмульгирующим агентом в подходящем стерильном разбавителе для улучшения контакта между образцом и средой (полисорбат 80 или легкий жидкий парафин могут быть полезно). В этом случае может быть целесообразным использовать Среду 1 и Среду 2 без полисорбата 80.
459. Для маслянистых жидкостей следует использовать носители, содержащие эмульгатор.Полисорбат 80 при 10 г / л, (п-трет-октилфенокси) полиоксиэтанол при 1 г / л или другие эмульгаторы в соответствующей концентрации могут быть подходящими.
Первоначальная проверка метода испытаний — тестирование на антимикробную активность
460. Товары, подлежащие тестированию на стерильность, должны быть проверены на антимикробную активность на этапах разработки продукта, если это возможно. Если обнаружится, что они имеют такую активность, подготовительные или испытательные процедуры необходимо будет изменить, чтобы нейтрализовать эту активность.
461. Если при первом тестировании или после изменения процедур обнаруживается, что товары не обладают такой активностью, применение теста на антимикробную активность к каждому образцу не требуется. (См. Также пункты 405-409).
462. Чтобы продемонстрировать, что смесь не проявляет антимикробную активность, проводят тест, как описано выше, вплоть до стадии инкубации и добавляют инокулят жизнеспособных клеток указанных аэробных бактерий, анаэробных бактерий и грибов.
463. В один сосуд, содержащий тестовый образец в среде 1, добавляют инокулят Clostridium sporogenes ATCC 19404, Staphylococcus aureus ATCC 6538 и Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027 и инкубируют при 30 — 35 ° C. Во второй сосуд, содержащий исследуемый образец в среде 2, добавляют инокулят Candida albicans ATCC 10231, Bacillus subtilis ATCC 6633 и Aspergillus niger ATCC 16404 в среду 2 и инкубируют сосуд при 20-25 ° C.
464. Другие подходящие штаммы заражающих организмов перечислены в таблице 5.
465. В каждом случае количество микроорганизмов в инокуляте должно быть не более 100 КОЕ. (Руководство по приготовлению инокулята см. В Приложении I «Руководство по получению небольшого количества растительных организмов и спор»).
466. Рост каждого из добавленных микроорганизмов должен быть очевиден в течение 48 часов. Если заметный рост не происходит в течение 5 дней, процедура испытания недействительна и должна быть изменена (например,грамм. путем использования дополнительных промывок, использования антагонистов противомикробного агента или другой процедуры), пока не произойдет заметный рост при проведении испытаний, как указано выше.
467. Периодически упомянутые выше штаммы должны дополняться штаммами микроорганизмов, собранных в производственной среде.
Негат
.
С тех пор, как в 1879 году Чарльз Чемберленд изобрел первую камеру для автоклавирования, эта технология стала практически вездесущим инструментом для выполнения задач стерилизации. Активно используется в микробиологии, медицине, подиатрии, татуировках, пирсинге, ветеринарии, микологии, стоматологии и изготовлении протезов; Автоклавирование использует повышенные температуры и давления для стерилизации оборудования, химикатов и оборудования.
Однако не все лаборатории имеют доступ к автоклаву для выполнения таких задач стерилизации. Большие затраты и физический след означают, что они часто находятся вне досягаемости небольших лабораторий и исследовательских групп, хотя их потребность в эффективной стерилизации остается. Однако существует ряд альтернативных методов стерилизации, которые в равной степени эффективны, как камера давления в автоклаве.
Кроме того, автоклав не застрахован от неисправностей или периодов бездействия, поэтому всегда стоит разбираться в альтернативных формах стерилизации, которые можно использовать для обеспечения того, чтобы исследование не замедлялось или не прекращалось.
Стеклянная посуда — Сухая Жара
Стерилизация сухим нагревом — одна из самых ранних признанных в мире форм практической стерилизации. Используя горячий воздух, который не содержит водяного пара (или содержит только очень маленькие следы), этот метод выполняет стерилизацию посредством проводимости.
Сухое тепло уничтожает микроорганизмы, вызывая коагуляцию белков. Вся влага должна быть удалена с инструментов до того, как они подвергнутся сухому нагреву.
Этот метод чаще всего используется на стеклянных стаканах и колбах, которые можно стерилизовать, применяя сухое тепло в духовке.Отверстия колб и стаканов должны быть полностью покрыты фольгой, в то время как стеклянные пипетки должны храниться внутри пакета из фольги. Важно удалить любые резиновые или хлопковые крышки, крышки или пробки, прежде чем покрывать их фольгой.
Стеклянная посуда в фольге должна быть помещена на металлический поднос, затем помещена в духовку, нагретую до 350 ° F. Через 2-3 часа лоток следует вынуть из духовки и оставить остывать. Важно, чтобы пипетки были стеклянными, а не прозрачными.
Сухой нагрев остается важным вариантом стерилизации, поскольку некоторые элементы не подвержены воздействию автоклава, что делает этот метод полезным резервным копированием для всех лабораторий и исследовательских учреждений.
Ozilla Ozone Стерилизатор
Новый ребенок на стерилизационном блоке Ozilla Ozone использует газообразный озон для очистки и стерилизации широкого спектра материалов и оборудования. Устранение 100% болезнетворных организмов из пластмасс, стекла и даже чувствительной электроники; Озон Озон способен полностью уничтожить все переносимые по воздуху и поверхности загрязнители в зоне поражения.
В качестве дополнительного преимущества эта новая технология способна покинуть помещение, в котором она используется, пахнет свежим, чистым и готовым к следующему использованию. Используя специальную «чистящую» технику, озоновый стерилизатор Ozilla обеспечивает превращение всего озонового газа в кислород.
Не оставляя химических остатков, озоновый стерилизатор Ozilla хорошо соответствует требованиям лабораторий, которые часто требуют стерилизации своих инструментов. Кроме того, технология невероятно безопасна, не использует никаких жидкостей, вредных ультрафиолетовых лучей, агрессивных химикатов или тепла.
Убивая 99,7% из 650 различных видов патогенных организмов в течение полутора часов, Озон Озил стал быстрым и эффективным инструментом для стерилизации. Озоновый газ способен проникать в крошечные полости и щели, гарантируя, что загрязняющие вещества не смогут скрыться от своей стерилизующей способности.
Одноразовые стерилизованные
Возможно, практично только для разовых экспериментов, а не для долгосрочного тестирования АБ или обширных исследовательских проектов; некоторые части оборудования и аппаратуры можно найти в одноразовой форме.Эти одноразовые изделия можно просто выбрасывать после каждого использования, что снижает потребность в стерилизации. Многие из этих частей аппарата будут стерилизованы газообразным оксидом этилена перед упаковкой в отдельные блистерные упаковки.
Этот метод может повлиять на настройку лаборатории. Хотя это может сэкономить пространство, которое в противном случае было бы предназначено для автоклава или другого крупного оборудования, может возникнуть необходимость выделить место для непрерывной поставки одноразовых изделий.Кроме того, еще одним побочным эффектом использования одноразовых единиц оборудования является требование инвестировать в замены, когда они требуются.
Специалисты по лабораторному оборудованию InterFocus предлагают такой совет: «Очень важно, чтобы любая стерилизованная среда, введенная в лабораторию, была защищена от любых потенциальных загрязнений, гарантируя, что ее стерильность никогда не будет нарушена».
Химические ванны
После тщательного завершения химические ванны могут стать чрезвычайно эффективным методом стерилизации, однако этот процесс требует большого терпения и внимания.Среди основных ошибок, которые совершают люди при попытке стерилизовать оборудование с использованием химической ванны, — неспособность завершить комплексную предварительную очистку, позднее введение и преждевременное завершение.
Крайне важно убедиться, что все инструменты, используемые для предварительной очистки, были должным образом стерилизованы, иначе это приведет к избыточности всей операции. Проведение цикла очистки ультразвуком с такими продуктами, как Alconox, может гарантировать их чистоту и отсутствие загрязнений.
Только когда все инструменты полностью чисты, безопасно помещать их в химическую ванну на основе глутаральдегида. Крайне важно, чтобы никакие инструменты или части оборудования не добавлялись в химическую ванну в середине цикла, и никакие части не удалялись до истечения соответствующего времени.
Антисептик
Хотя многие считают, что это слегка архаичная форма стерилизации, некоторые практики и специалисты продолжают стерилизовать свои инструменты и инструменты жидким антисептиком.Острые или деликатные инструменты, катетеры и трубки определенных типов можно стерилизовать при воздействии формальдегида, глутаральдегида или хлоргексидина.
При воздействии инструментов на формальдегид важно, чтобы все они были тщательно очищены заранее, а затем подвергались воздействию паров таблеток параформальдегида в закрытом контейнере в течение 48 часов.
Предполагаемые риски формальдегида широко известны, при этом было проведено значительное количество исследований, измеряющих взаимосвязь между длительным воздействием химического вещества и возникновением рака.Это привело к тому, что рабочие места были вынуждены ограничить долгосрочное воздействие формальдегида.
Краткосрочные эффекты значительно менее опасны для некоторых людей, страдающих от водянистых глаз и ощущения жжения в глазах, носу и горле, когда химическое вещество присутствует в воздухе на уровнях, превышающих 0,1 части на миллион. Фактически, отчет 1997 года Комиссии США по безопасности потребительских товаров показал, что формальдегид присутствует в воздухе как внутри, так и снаружи, на низких уровнях.
Глутаральдегид особенно эффективен против бактерий, грибков и большого количества различных вирусов.
Tyndallisation
Разработанный в 19 веке английским физиком Джоном Тиндалом, одноименный метод Тиндаллизации был широко используемой техникой микробиологов 1800-х годов. Тиндалл экспериментировал с кипящими говяжьими бульонами, чтобы разработать метод стерилизации жидкостей безопасным и всеобъемлющим образом.
Его исследования привели его к основным принципам тиндаллизации, процесса, посредством которого среды подвергаются относительно коротким кипениям при обычном атмосферном давлении.Этот относительно простой метод все еще подходит для небольших лабораторий или исследовательских учреждений, которые требуют стерилизованного оборудования только часть времени.
Не рекомендуется пытаться стерилизовать закрытые стеклянные контейнеры, используя этот метод, не покрывая их ватой и покрывая их фольгой — позволяя воздуху выходить без воздействия загрязняющих веществ.
Процесс включает кипячение жидкости в течение 10-15 минут перед тем, как оставить остыть до комнатной температуры и оставить на 24 часа.Повторите этот процесс еще три или четыре раза, после чего должна была произойти стерилизация.
Естественно, этот метод снизился в популярности из-за необходимости продолжать процесс до пяти дней для достижения стерилизации.
Инфракрасный
Было установлено, что инфракрасные излучатели углерода
помогают стерилизовать продукты посредством контролируемого нагрева. Первоначально испытанная на пищевых продуктах, в частности на хлебе в пекарнях, технология способна проникать в пористые материалы и многослойные зародыши.
Инфракрасное излучение долгое время использовалось в качестве альтернативы стерилизации для термостойких инструментов, что вызывало головные боли у исследовательских групп, желающих удалить загрязняющие вещества.
Большинство инструментов для инфракрасной стерилизации разработано в относительно скромных масштабах, способных выполнять «стерилизованные» работы по стерилизации. Инструмент BactiZapper эстетически ближе к лампе, чем автоклав, но способен стерилизовать инструменты и инструменты в считанные секунды.
При использовании в лабораторных условиях инфракрасный свет подходит для мгновенной стерилизации игл, пипеток и различных инструментов из металла и боросиликатного стекла.
Миниатюрные Автоклавы
Если из-за нехватки места вы или ваша исследовательская группа неохотно инвестируете в полноразмерную автоклавную машину, существуют миниатюрные версии технологии, которые могут помочь выполнить те же задачи, но в небольшом масштабе.
Миниатюрные автоклавы стоят всего несколько тысяч фунтов и требуют минимального пространства. Они отлично подходят для небольших и более скромных помещений.BioClave производит ряд таких машин, которые продаются как удобные и доступные по цене. Имея ширину всего 14 дюймов, эти машины достаточно мобильны и могут храниться на вашем рабочем столе, при условии минимального места в лаборатории.
Подходит для стерилизации широкого спектра жидкостей, инструментов и сред; миниатюрные автоклавы предлагают комплексное обслуживание, которое поддерживает выбор научных дисциплин.
Бесплатно читать
Статьи можно загрузить бесплатно.Пожалуйста, войдите, чтобы прочитать эту статью или создать
учетная запись.
Разблокировать
,