Температура стерилизация: Page not found — Natureta

Стерилизация и пастеризация консервов. Быстрое консервирование

Стерилизация и пастеризация консервов

Стерилизация

Стерилизация является основным способом сохранения пищевого продукта без существенных изменений его вкусовых качеств. Способ стерилизации консервов в стеклянной таре с немедленной укупоркой жестяными крышками после кипячения очень удобен в домашних условиях. Он обеспечивает необходимую герметичность и вакуум в закатанной банке, способствует сохранности консервируемого продукта и его естественной окраске.

Стерилизация продуктов в домашних условия производится при температуре кипения воды.

Фруктовые компоты и овощные маринады можно стерилизовать при температуре воды 85 °C (пастеризация). Но в этом случае пастеризуемые консервы должны находиться в стерилизаторе в 2–3 раза больше времени, чем в кипящей воде.

В отдельных случаях, например, для стерилизации зеленого горошка, когда температура кипения воды при стерилизации должна быть выше 100 °C, в воду добавляют поваренную соль.

Консервы, приготовленные в домашних условиях, стерилизуют в кастрюле, ведре или специальном стерилизаторе.

На дно посуды укладывают горизонтально деревянную или металлическую решетку. Она устраняет бой банок или баллонов во время стерилизации при резких колебаниях температуры. Не следует на дно стерилизатора укладывать ветошь или бумагу, так как это усложняет наблюдение за началом кипения воды и приводит к браку продукта вследствие его недостаточного прогрева.

В кастрюлю наливают столько воды, чтобы покрыть плечики банок, то есть на 1,5–2 см ниже верха их горлышек.

Температура воды в кастрюле перед загрузкой наполненных банок должна быть не менее 30 и не более 70 °C и зависит от температуры загружаемых консервов: чем она выше, тем выше начальная температура воды в стерилизаторе. Кастрюлю с уложенными в нее банками ставят на интенсивный огонь, накрывают крышкой и доводят до кипения, которое во время стерилизации не должно быть бурным.

Время стерилизации консервов отсчитывают с момента закипания воды.

Источник тепла на первом этапе стерилизации, то есть при подогреве воды и содержимого банок, должен быть интенсивным, так как при этом уменьшается время тепловой обработки продукта, и он получается более высокого качества. Если пренебречь скоростью проведения первого этапа, то изготовляемые консервы переварятся и будут иметь непривлекательный внешний вид.

Время подогрева воды в кастрюле до кипения устанавливается: для банок емкостью 0,5 и 1 л – не более 15 минут, для 3-литровых – не более 20 минут.

На втором этапе, то есть собственно в процессе стерилизации, источник тепла должен быть слабым и лишь поддерживать температуру кипения воды. Время, указанное для второго этапа стерилизации, необходимо строго выдерживать для всех видов консервов.

Длительность процесса стерилизации зависит, главным образом, от кислотности, густоты или жидкого состояния массы продукта. Жидкие продукты стерилизуют в течение 10–15 минут, густые – до 2 и более часов, продукты, имеющие кислотность, – меньше времени, чем некислотные, так как кислая среда не благоприятствует развитию бактерий.

Время, необходимое для стерилизации, зависит от объема тары. Чем тара больше, тем дольше длится кипячение. Время начала и окончания стерилизации рекомендуется записывать на отдельном листе бумаги.

По окончании стерилизации банки осторожно извлекают из кастрюли и немедленно укупоривают ключом, проверяя качество закатки: хорошо ли прикатана крышка, не проворачивается ли вокруг горлышка банки.

Укупоренные банки или баллоны укладывают горлышком вниз на сухое полотенце или бумагу, и в таком положении оставляют до охлаждения.

Стерилизация паром

Консервы стерилизуют паром в той же посуде, где кипятят для этой цели воду. Количество воды в кастрюле не должно превышать высоты деревянной или металлической решетки – 1,5–2 см, так как чем меньше воды, тем она быстрее нагревается.

Когда вода закипает, образующийся пар прогревает банки и содержимое в них. Чтобы пар не улетучился, стерилизатор плотно закрывают крышкой. Время, необходимое для доведения воды в стерилизаторе до кипения, равно 10–12 минутам.

Время стерилизации консервов паром почти вдвое больше, чем при стерилизации в кипящей воде.

Пастеризация

В тех случаях, когда необходимо стерилизовать консервы при температуре ниже кипения воды, например, для маринадов, компотов, тепловую обработку их производят при температуре воды в кастрюле 85–90 °C. Такой способ называется пастеризацией.

При тепловой обработке консервов способом пастеризации необходимо применять только свежие отсортированные плоды или ягоды, тщательно отмытые от пыли; строго придерживаться температуры и времени пастеризации; перед укладкой тару тщательно вымыть и подвергнуть кипячению.

Сохранению консервов, приготовленных способом пастеризации, способствует наличие высокой кислотности.

Пастеризовать можно вишни, кислые яблоки, неспелые абрикосы и другие кислые плоды на заготовки и компоты.

Повторная стерилизация

Повторная или многократная (от двух до трех раз) стерилизация одной и той же банки с пищевыми продуктами, содержащими в больших количествах белок (мясо, птица и рыба), проводится при температуре кипения воды.

При первой стерилизации погибают плесени, дрожжи и микробы.

За время суточной выдержки после первой стерилизации оставшиеся в консервах споровые формы микроорганизмов прорастают в вегетативные и при вторичной стерилизации уничтожаются. В некоторых случаях консервы, например, мясные и рыбные, спустя сутки стерилизуются третий раз.

Для проведения в домашних условиях повторной стерилизации необходимо предварительно укупорить банки и надеть на крышки специальные зажимы или обоймы, чтобы крышки не сорвались с банок во время стерилизации.

Зажимы или обоймы не снимаются до полного охлаждения банок (после стерилизации) во избежание срыва крышек и возможного ожога.

Стерилизация консервов, предварительно герметически укупоренных

Для такого способа стерилизации необходимо иметь специальные металлические зажимы или обоймы для закрепления укупоренных крышек на банках. Это предотвращает их срыв в процессе стерилизации в результате расширения массы консервируемого продукта, а также оставшегося в банке воздуха при нагреве.

Применение специальных зажимов позволяет укладывать банки в стерилизаторе в 2–3 ряда.

В банках, укупоренных герметически до стерилизации, образуется вакуум. Следует помнить, что чем выше температура продукта в банке в момент укупорки, тем больший получается вакуум.

Консервирование жидких продуктов горячим способом без последующей стерилизации

Консервирование жидких продуктов, предварительно прокипяченных или доведенных до кипения, можно производить способом горячей расфасовки без последующей стерилизации.

По указанному способу приготавливают томатный сок, дробленые томаты, виноградный, вишневый, яблочный и другие соки, заготовку из слив на повидло, фруктовое пюре из кислых плодов и т. д.

Стеклотару – банки и крышки к ним – следует тщательно отмыть и пропарить в пароводяной бане в течение 5—10 минут.

Температура продукта перед заполнением банок должна быть не ниже 96 °C. Банки в момент наполнения продуктом должны быть горячими.

Сразу же после заполнения их консервируемым продуктом производят укупорку.

При этом способе консервирования стерилизация происходит за счет тепла, переданного продукту и таре при их кипячении, а сохранность консервов зависит от качества сырья и его обработки.

Консервирование плодов и овощей горячим способом без последующей стерилизации

Этот способ применяется для овощных консервов – огурцов, томатов, а также для плодовых заготовок и компотов из цельных плодов.

Для данного способа консервирования сырье должно быть свежим, тщательно отмытым и отсортированным.

По указанному способу консервы приготовляют в такой последовательности: уложенные в банки овощи или плоды осторожно заливают кипящей водой в 3–4 приема. Влив порцию кипящей воды, банку поворачивают для обогрева стенок, чтобы стекло не растрескивалось от резких колебаний температуры.

Залитые кипящей водой банки накрывают чистой крышкой, оборачивают полотенцем и выдерживают в течение 5–6 минут.

Затем воду сливают и вновь заливают банку кипящей водой, опять накрывают крышкой и выдерживают еще 5–6 минут. При необходимости эту операцию повторяют третий раз.

После второй и третьей выдержки воду сливают и немедленно заливают кипящим маринадом – для огурцов и томатов, кипятком – для фруктовых заготовок и кипящим сиропом – для компотов.

Затем немедленно накрывают крышкой, укупоривают и проверяют качество укупорки.

После укупорки банку ставят горлышком вниз. Охлаждение – воздушное.

Хранение консервации

Консервы необходимо сохранять в сухом прохладном месте при температуре 5-20 °C. При температуре, близкой к 0 °C и ниже, такие продукты как варенье, джем и фрукты, молотые с сахаром, могут засахариваться, а маринованные и консервированные огурцы испортиться.

Соленые и квашеные продукты в негерметичной таре лучше сохранять в прохладном месте при температуре не выше 8-10 °C. Продукты необходимо тщательно отсортировать от порченных (гнилых, битых, плесневелых), а затем мыть в проточной воде. Непосредственно после окончания консервирования весь инвентарь необходимо вымыть в воде и ошпарить кипятком.

Отрицательное влияние на сохранение консервов оказывает нарушение рецептур закладки в консервы таких продуктов, как сахар, уксус и т. д. Особое внимание необходимо уделить герметизации банок. После закатки их необходимо сразу же проверить на качество укупорки: если крышка проворачивается, необходимо банку еще раз закатать.

Во время расфасовки продуктов в банки нужно стараться, чтобы венчик горлышка банки оставался чистым. Необходимо строго следить за выполнением рекомендуемых времени и температуры стерилизации. Нарушение режима стерилизации почти всегда приводит к порче консервов.

Консервы считаются испорченными, если на поверхности продукта появляется плесень или крышки вздуваются и срываются с банок. Все овощные консервы с вздутыми или сорванными крышками запрещается употреблять в пищу.

Фруктовые консервы, забродившие или с плесенью, можно переварить, добавив сахар. Но такие консервы не следует долго хранить.

Маринованные и консервированные огурцы, подвергшиеся порче, необходимо промыть 2–3%-м рассолом, проверить их качество, залить новой маринадной заливкой и после этого употреблять.

Засахаренное варенье в банках надо поставить в кастрюлю с водой и нагревать до полного растворения кристаллов сахара. Такое варенье также не следует долго сохранять.

Данный текст является ознакомительным фрагментом.

Продолжение на ЛитРес

Стерилизация инструментов. Виды стерилизаторов. Принципы работы.

В данной статье будет рассмотрена одна из очень важных тем — стерилизация маникюрного, парикмахерского и косметологического инструмента, как правильно стерилизовать инструмент и как выбрать стерилизатор?

Мастерами обычно проводятся следующие мероприятия для очистки и обеззараживания маникюрных наборов:

1.      Дезинфекция — это уничтожение возбудителей инфекционных заболеваний и разрушение токсинов на объектах внешней среды. Дезинфекция уменьшает количество микроорганизмов до приемлемого уровня, но полностью может их и не уничтожить! Дезинфекция является одним из видов обеззараживания.

2.      Предстерилизационная очистка – процесс удаления механических, жировых и белковых отложений и остатков лекарственных препаратов.

3.      Стерилизация — это освобождение предмета или материала от ВСЕХ видов микроорганизмов, включая бактерии и их споры, грибы, вирусы и вирионы, которые находятся на поверхности и внутри изделий.  Т.е. стерилизация — это полное освобождение от живых микроорганизмов.

4.      Дополнительная обработка, включающая в себя обеззараживание рук мастера, клиента, а также рабочих поверхностей и помещения.

Обычно в профессиональных салонах красоты проводят предстерилизационную очистку и дезинфекцию на одном этапе, используя современные дезинфицирующие средства, например, Аламинол. Для этого инструменты погружаются в раствор на указанное в инструкции к препарату время, а затем промываются проточной водой. Затем высушенные предметы подвергаются очистке в стерилизаторах (воздушных или паровых).

Сегодня специалисты ногтевого сервиса используют различные виды стерилизаторов, которые отличаются быстротой выполнения, способом воздействия на инструменты и стоимостью.

По своей сути стерилизатор – это прибор, который воздействует на маникюрные инструменты различными излучениями или иным способом, тем самым убивая бактерии и микробы, присутствующие на них.

Рассмотрим основные виды стерилизаторов, которые чаще всего используют мастера.

Гласперленовый (шариковый, кварцевый) стерилизатор

Идеально подходит для использования в маникюрных и косметологических кабинетах, а так же у мастеров в домашних условиях. Шариковый стерилизатор обеззараживает инструменты за счет воздействия на них высокой температуры – 250 градусов по Цельсию (сухой способ стерилизации). В кварцевом стерилизаторе осуществляется обработка различных инструментов, их полная дезинфекция, а также уничтожение бактерий и носителей различных заболеваний. В таком устройстве, благодаря воздушному способу нагрева кварцевых шариков, происходит глубокая стерилизация.

Преимущества кварцевого стерилизатора:

•    Компактный, устойчивый.
•    Быстро нагревается до температуры стерилизации.
•    Имеет самое короткое время стерилизации, всего 15-20 секунд. При высокотемпературной обработке (до 250°С) инструментов – время обработки занимает до 180 секунд.
•    Длительный срок службы.
•    Не дорогой.
•    Не потребляет много энергии.

Недостатки кварцевого стерилизатора:

·         Стерилизации подлежит только рабочая поверхность инструмента, которая нарушает кожные покровы (т.е. ручки остаются не стерилизованными, т.к. кварц их может повредить).

·         Рабочую поверхность необходимо опускать в кварц, т. е. песок, который выступает абразивом и не затачивает, а притупляет инструмент.

·         Подходит только для инструментов, произведенных из жаропрочного металлического сплава.

·         Деталь, которая требует ежегодной замены – кварцевые шарики.

Примеры кварцевых стерилизаторов тут

Сухожаровой стерилизатор (сухожаровой шкаф, сухожар)

Подходит для цельнометаллического инструмента: маникюрного, косметологического, парикмахерского. Один из самых распространенных и эффективных методов дезинфекции, основное воздействие — термическая обработка, которая достигает около 200-260 градусов по Цельсию. Эффективность стерилизации напрямую зависит от свободного доступа воздуха к обрабатываемым предметам, поэтому необходимо соблюдать правильную загрузку камеры.  

Преимущества сухожарового шкафа:

•   Стерилизуется вся поверхность инструмента.
•   Сухожаровой шкаф может работать в нескольких температурных режимах – в разных моделях максимальная температура достигает 160-260°С.
•   Горячий сухой воздух в сухожаре исключает коррозию металлических инструментов и эрозию стеклянных поверхностей, позволяет сохранить их целостность и физические свойства.
•   Стерилизующим агентом в данном случае является сухое тепло, обладающее превосходными проникающими свойствами практически для любых материалов.

Недостатки сухожара:

•   Высокая стоимость.
•   Длительное время стерилизации. Время обработки зависит от модели аппарата, выбранной температуры, и может варьироваться от 30 до 120 минут.
•   Необходимость использования негорючих материалов упаковки стерилизуемого инструмента. Исключается бумага, пергамент, непропитанная бязь и некоторые другие. Также исключаются: резина, текстиль, полимеры и другие принадлежности, не выдерживающие высоких температур. 
•   Перед стерилизацией следует обязательно убедиться, что предметы являются термостойкими.

Обычно для такого вида стерилизации используют специальные крафт-пакеты.сохраняет асептическое состояние инструмента или материала в течение длительного времени. 21-60 дней (в зависимости от бренда производителя) при закреплении клапаном

Пример сухожарового стерилизатора тут

Ультрафиолетовый стерилизатор (УФ стерилизатор)

Это важная и незаменимая вещь, которая используется для дезинфекции и хранения уже простерилизованного инструмента в маникюрных, косметологических кабинетах и парикмахерских. Идеально подходит для инструмента, который не переносит воздействия высоких температур (расчески, пилки, бафы, спонжи). Под воздействием ультрафиолета погибает грибковая и бактериальная флора.

УФ стерилизаторы бывают одно или двухкамерными, с горизонтальными выдвижными ящичками или вертикальной закладкой инструмента — это уже на вкус и выбор покупателя.

Преимущества УФ-стерилизатора:

•   Стоимость данного аппарата ниже, чем аппараты с термообработкой.
•   УФ-лампы можно легко менять.
•   Он отлично подходит для дополнительной обработки инструмента.
•   Производит дезинфекцию материалов, которые нельзя стерилизовать другими способами, при этом УФ не влияет на их качество.

Недостатки УФ-стерилизатора:

•   Длительное время обработки, которая занимает в целом 40 минут на одну партию. На облучение одной из сторон инструмента уходит 15-20 минут. Это время может незначительно изменяться в зависимости от модели аппарата.
•   Не производит стерилизацию (только дезинфекцию инструмента!)
•   Больше подходит именно для хранения инструмента после стерилизации.

Примеры УФ-стерилизаторов тут

Ультразвуковой стерилизатор (ультразвуковая мойка)

Применяется для очистки не больших в объеме предметов — бор, фрез и других инструментов для обработки ногтей. Ультразвуковые волны заставляют жидкость в емкости вибрировать, этот способ позволяет очистить поверхность от грязи и ржавчины даже в труднодоступных местах. Обработки в таком аппарате недостаточно для полного устранения всех бактерий, поэтому используют ультразвук в качестве подготовки к термической обработке. Для основной дезинфекции далее применяют кварцевые стерилизаторы или сухожаровые шкафы. Но по очищению загрязненных труднодоступных мест ему действительно нет равных.

Преимущества ультразвуковых стерилизаторов:

•  УЗ-мойка в восемь раз эффективнее горячей дезинфекции в растворах – она избавляет инструменты от бактерий, патогенных микроорганизмов, грязи и ржавчины.
•   Универсальность. Прекрасно подходит для маникюрных инструментов из разных материалов – любых видов металла, пластика, стекла, керамики.
•   Инструменты при обработке в стерилизаторах не деформируются, не поражаются коррозией и не тупятся. 
•   Скорость стерилизации. Даже самый загрязненный инструмент стерилизуется не более чем за 10 минут.
•   Совершенно безопасен в работе. В отличие от термической обработки, нет риска получения ожога.
•   В нем можно не только стерилизовать, но и хранить инструменты до следующего использования.
•   Доступная цена.

Недостатки ультразвуковых моек:

•   Обработки в таком аппарате недостаточно для полного устранения всех бактерий и вирусов.

Пример ультразвукового стерилизатора тут

Подведем итоги:

При активной работе через руки мастеров педикюра и маникюра, а также иных работников, проходит огромное количество людей, поэтому каждый уважающий себя специалист должен выполнять свою деятельность не только качественно, но и максимально безопасно.

Различные виды стерилизаторов, а также сопутствующие товары к ним, Вы всегда можете выбрать и приобрести в нашем интернет-магазине ByFashion.ru в разделе Стерилизаторы.

Стерилизация банок в духовке электрической с заготовками

Есть два основных, наиболее распространенных способа стерилизации банок непосредственно с закатками. Это обработка банок с заготовками в кипящей воде или в духовом шкафу.

В рамках этого материала будут рассмотрены все вопросы и важные моменты, как стерилизовать банки в электрической духовке с заготовками. Один из самых безопасных способов стерилизации банок, который пользуется большой популярностью у хозяек. Здесь Вы узнаете о том, как стерилизовать банки с заготовками в электрическом духовом шкафу.

Преимущества стерилизации банок с заготовками в электродуховке.

Методов стерилизации существует достаточно много. Сейчас вам расскажу, как стерилизовать банки в духовке с заготовками. Этот метод самый удобный. Стерилизация заготовок делится на 2 этапа. 1 этап это стерилизация пустых банок и крышек, 2 этап стерилизация готовых заготовок.

Как подготовить банки и крышки к стерилизации

1 этап — Подготовка банок к стерилизации

Обязательным правилом стерилизации является чистота банки и крышки! Вне зависимости от того, какой именно рецепт консервации выбран: варенье, салаты, компоты, стерилизовать пустые банки нужно обязательно.

Многим кажется, что процесс этот сложный и достаточно мудреный, хотя, на самом деле, он прост и со знанием дела займет минимум времени.

Самый простой процесс стерилизации стеклянных пустых банок – это использование духового шкафа.

Обязательным элементом закатки является не только чистая и стерилизованная банка, но также крышка. Крышки нельзя стерилизовать ни в духовке, ни в микроволновой печи. Но их будет достаточно четверть часа прокипятить в воде.

Стерилизовать банки и крышки умеем, и наши заготовки будут стоять долго! Но это еще не все, нужно выполнить главную стерилизацию банок с заготовками в электродуховке.

Стерилизация банок с заготовками в электрическом духовом шкафу.

Иногда рецептурой предусмотрена стерилизация банок с заготовками. Многие рецепты домашних заготовок требуют стерилизации овощей или салатов в банке. Эту процедуру также можно с легкостью проводить в духовке. Это можно сделать без особого труда. Смысл действий – полное уничтожение всех бактерий и грибков, которые могут испортить консервируемые продукты и нанести вред здоровью человека.

Если вам нужно в стерилизованные банки закатать салат на зиму, который тоже прошел термическую обработку – закладывайте горячее содержимое в теплые банки. В том случае, если содержимое банки будет холодным, не забудьте банку остудить, чтобы она не лопнула. Можно на некоторое время оставить банку неиспользованной, только переверните ее вверх дном на чистое полотенце. Стерилизация банок с заготовками в духовке проводится только при условии, что емкости целые – без сколов и трещин.

Заложили в банку необходимые соленья, варенья или маринады. Банки с заготовками крышками не накрываем.

В духовке емкости размещаются на решетке или на поддоне. Банки ставим таким образом, чтобы они не соприкасались с друг другом.

Затем устанавливаем температурный режим 120 градусов. Необходимо следить за температурой: свыше 120 градусов поднимать ее нельзя, так как стекло может лопнуть.

Когда достигнута эта температура, засечем время:

• Для полулитровых банок нужно 10 минут;
• Для литровых банок – 15 минут;
• Для 2 — 3- х литровых – 20 — 25 минут.

По истечении необходимого времени духовку необходимо выключить, а банки оставить на некоторое время, чтобы они немного остыли.

Вынимать посуду надо осторожно, используя специальные тканевые или силиконовые прихватки. Важный момент: прихватки должны быть сухими. Во-первых, чтобы не обжечь руку сквозь влажную ткань, во-вторых, от перепада температур горячее стекло может треснуть.

За горлышко банки никогда не нужно брать: холодные они или горячие. Лучший способ трансформации – это всегда брать банки за бока. Никогда не трогайте ее за горлышко, вообще банки лучше брать сбоку, чтобы избежать порчи продуктов.

Как духовку немного остыла (5 — 10 минут) далее достаем поочередно банки из духовки и закатываем прокипяченными крышками.

Банка с заготовкой, традиционно, накрывается теплым одеялом и оставляется до полного остывания в таком виде.

О чем помнить при стерилизации банок с заготовками в духовке:

1. Подготовить чистые банки: промыть, простерилизовать. Если же будет заливаться в банку холодное содержимое, то лучше дать банке остыть, а потом уже использовать ее по назначению;
2. В стерилизованные банки закладывайте горячее содержимое в теплые банки.
3. Банки с заготовками крышками не накрываем.
4. Можно стерилизовать банки с заготовками при 100 — 120 градусах тепла, соблюдая время стерилизации. Но многие источники говорят о том, что стерилизовать банки можно и при 200 гр. Чем выше будет температура, тем меньше минут нужно для стерилизации
5. Если нужно вынуть из духовки горячие банки, то это следует делать крайне осторожно. Если банка теплая, то можно не опасаться, что она лопнет под воздействием высоких температур продуктов.

Этот процесс как стерилизовать банки в духовке с заготовками достаточно простой. При этом гораздо легче стерилизовать банки в духовом шкафу, чем в кипящей воде. Это не повышает общую температуру в помещение, так что, хозяйке на кухне будет работать легко и свободно.

Вот так просто и без пара в квартире стерилизуются банки с заготовками в электрической духовке. Попробуйте и вы. Это экономит время и силы.

Стерилизация банок с заготовками в кастрюле 

В осенний сезон, когда на огороде массово созревают овощи, бережливые хозяйки стремятся как можно качественнее их сохранить на зиму, приготавливая различные салаты, лечо и прочие закуски. Многие рецепты таких заготовок требуют осуществления дополнительной стерилизации уже после того, как банки были наполнены готовым продуктом. Чаще такую меру используют в том случае, если заготовка не содержит в себе большого количества консервантов – сахара, соли, уксуса, жгучего перца. Дополнительная стерилизация позволяет удалить абсолютно все микроорганизмы, которые так или иначе, могут попасть даже в чистую банку и вызвать брожение. Стерилизовать наполненные банки можно различными способами. Подробное описание каждого из них постараемся привести далее в статье.

Стерилизация в кипящей воде

Такой способ стерилизации наполненных банок является самым распространенным. Для его реализации не нужно использовать «диковинную» кухонную технику или специальные приспособления. Достаточно только воспользоваться газовой либо электрической плитой и найти кастрюлю необходимого размера: ее высота должна быть больше высоты банки.

Стерилизацию банок с заготовками в кастрюле нужно осуществлять следующим образом:

• На дно кастрюли положить деревянную, металлическую подставку или кусочек ткани.
• Наполненные банки поставить в емкость, поверх положить крышки.
• В кастрюлю налить теплую воду ниже горлышка банки на 1-2 см (до плечиков). Вода должна быть не холодной и не горячей, резкие перепады температуры могут привести к тому, что стеклянная тара лопнет.
• Кипятить воду нужно столько времени, чтобы равномерно прогреть весь объем содержимого банки. Время стерилизации может быть указано в рецепте. Если точных рекомендаций нет, то можно воспользоваться общими принципами стерилизации. Так, пол литровую банку следует кипятить 10 мин, емкости объемом 1 и 3 л кипятят соответственно 15 и 30 мин.
• После кипячения стерилизованные банки с зимними заготовками плотно закупорить крышками.

При стерилизации банок необходимо учитывать не только время кипячения, но и рекомендуемую температуру. Например, жареные салаты или горошек рекомендуется стерилизовать при температуре более 100⁰С. Такие условия можно создать в том случае, если воду в кастрюле подсолить. Так, 7% солевой раствор закипает только при 101⁰С, для получения 110⁰С необходимо приготовить 48% солевой раствор. 

Благодаря своей простоте и высокой эффективности способ стерилизации наполненных банок в кипятке получил самое широкое распространение. Он позволяет быстро уничтожить вредоносную микрофлору внутри емкостей и сохранить продукты на долгое время.

Стерилизация в духовке

Получить высокую температуру для уничтожения вредоносных бактерий и грибков можно в духовом шкафу. Метод заключается в постепенном нагреве банок. Осуществлять стерилизацию в духовке можно следующим образом:

• Предварительно вымытые и наполненные готовым продуктом банки накрыть крышками (не плотно) и поставить на решетку либо противень.
• Нагревать духовку постепенно до необходимой температуры (от 100 до 120⁰С).
• Прогревать банки 10, 20 или 30 мин в зависимости от объема.
• Аккуратно вынуть банки из духовки, используя прихватки.
• Законсервировать приготовленный продукт.

Важно! Ставить банки в сильно разогретую духовку строго воспрещается.

Способ отлично подходит для стерилизации в том случае, когда необходимо получить высокую температуру более 100⁰С. Однако, используя его, необходимо регулярно следить за ростом температур в духовой камере. Все дело в том, что чрезмерно высокие показатели внутри духовки могут привести к повреждению стеклянной тары.

Стерилизовать наполненные банки можно в духовом шкафу газовой или электрической плиты. Выполнение этой процедуры отлично продемонстрирован на видео:

Комментарии опытной хозяйки и наглядный пример помогут каждому начинающему кулинару подготовить продукты для консервирования правильно.

Использование микроволновой печи

Наличие в доме СВЧ печи позволяет стерилизовать банки еще одним способом, который можно описать несколькими пунктами:

• Банки с заготовками расставить в микроволновке равномерно по всей ее площади.
• Включить СВЧ на максимальную мощность, довести продукт до кипения.
• Как только заготовки в стеклянных емкостях начинают кипеть, мощность необходимо немного  снизить и прогреть банки еще 2-3 мин.
• Горячие банки аккуратно достать из микроволновки и законсервировать.

К сожалению, использование микроволновки не решает вопрос стерилизации крышек для закатки зимних заготовок, поскольку металлические элементы внутри СВЧ приводят к ее поломке. Поэтому во время стерилизации банок необходимо дополнительно побеспокоиться об очистке крышек. Их в этом случае можно стерилизовать отдельно в емкости с кипящей водой.

Важно! В микроволновой печи не представляется возможной стерилизация трехлитровых банок. Они просто не поместятся во внутреннюю камеру кухонной техники.

Стерилизация или пастеризация

В силу своей неопытности многие начинающие хозяйки не понимают разницы между пастеризацией и стерилизацией банок. При этом некоторые рецепты советуют именно пастеризовать наполненные заготовками емкости. Отличия же между двумя процедурами необходимо четко понимать.

Пастеризация предполагает обработку тары и продуктов в ней температурным нагревом до 99⁰С. Высокая температура и отсутствие кипения позволяет уничтожить вредоносные бактерии и частично сохранить витамины в зимних заготовках. Пастеризовать банки можно в кастрюле на плите или в духовом шкафу. При этом время пастеризации необходимо увеличить вдвое в сравнении с обычной стерилизацией, а температуру снизить до 86-99⁰С.

Важно! Пастеризация чаще используется в тех случаях, когда сохранность продукта в большей мере обеспечивается натуральными консервантами.

Пастеризованные продукты рекомендуется хранить в прохладном и темном месте. В тепле оставшиеся после обработки споры бактерий могут активизировать свою деятельность и испортить заготовку.

Заключение

Стерилизовать зимние заготовки можно любым способом и сложно выделить из общего их числа лучший или худший вариант. Каждый способ имеет свои достоинства и недостатки, особенности. При этом результат термической обработки будет положительным только в том случае, если хозяйка учтет все важные моменты, выдержит необходимую температуру и продолжительность нагрева, рекомендуемую для качественной стерилизации имеющегося объема продуктов.

Тепловая стерилизация плодоовощной продукции

Из известных способов стерилизации наиболее надёжным, экономически выгодным является тепловой.
Впервые консервы в герметичной таре, полученные посредством термической обработки, появились в начале 19-го века, но и до сих пор термическая обработка остается основным и широко распространенным во всем мире промышленным способом выработки консервов.
Тепловая стерилизация плодоовощной продукции проводится в целях получения безопасного продукта для здоровья человека и обеспечения его длительного хранения при температуре окружающей среды без изменения качества.
Тепловая обработка консервируемой продукции осуществляется следующим образом:  консервные банки с продуктом загружают в стерилизационный аппарат, в котором постепенно повышают температуру, доводя её до заданного значения. После этого температуру поддерживают в течение определенного времени, затем её постепенно снижают и простерилизованные банки выгружают из аппарата. Таким образом, основными параметрами, характеризующими процесс стерилизации, является температура, которую нужно создать и поддерживать в стерилизационном аппарате и время, в течение которого продукция подвергается нагреванию. Эти параметры можно назвать микробиологическими, поскольку именно они определяют гибель микроорганизмов.
Третьим параметром процесса стерилизации является давление, обеспечивающее герметичность и сохранность формы тары, в которой вырабатываются консервы.
Тепловая обработка консервируемой продукции в герметичной таре при температуре 100^оС и ниже называется пастеризацией. Для пастеризации продукции используются пастеризаторы непрерывного действия (ПНД) и автоклавы. Пастеризаторы непрерывного действия различают по способу тепловой обработки продукции: погружной, в котором подогрев и охлаждение продукции осуществляются водой, а собственно пастеризация – за счёт погружения в водяную ванну; оросительный, в котором подогрев, собственно стерилизация и охлаждение продукции осуществляется путём орошения водой; паровой, в котором нагрев и собственно пастеризация продукции осуществляются паром, а охлаждение – орошением водой; воздушный, в котором нагрев и собственно пастеризация продукции осуществляются с помощью воздуха, а охлаждение продукции – с помощью воздуха и орошения водой или водно-воздушной смесью.
Тепловая обработка консервируемой продукции в герметичной таре при температуре выше 100^оС называется стерилизацией.
Для стерилизации продукции применяют автоклавы периодического и не-прерывного действия.
В качестве энергоносителей в автоклавах применяются вода и водяной пар.
Автоклавы периодического действия бывают двух типов: вертикальные и горизонтальные.
Горизонтальные автоклавы, в свою очередь разделяются на два вида: статические, в которых не происходит вращения банок с консервами при стерилизации, и ротационные, в которых банки с консервами могут вращаться
Вертикальные автоклавы бывают только статическими.
Основным принципом стерилизаторов непрерывного действия, работающих под давлением, является способ создания и поддержания давления в аппарате, в зависимости от которого они разделяются на три типа: пневматические, гидростатические и пневмогидростатические.
К тепловой стерилизации пищевых продуктов относится также горячее фасование — это термическая обработка продукта до и (или) в момент фасования, обеспечивающая гибель дрожжей, плесневых грибов, вегетативных форм бактерий и ограничивающая развитие споровых бактерий в продукте за счет высокой температуры фасуемого продукта. Продукты, фасуют в тару, температура внутренней поверхности которой более 60^оС, при температуре продукта, близкой к точке его кипения.
Производство консервов путём тепловой стерилизации продуктов в потоке, последующего охлаждения и фасования их в стерильных условиях в заранее подготовленную стерильную тару, герметичного укупоривания тары с продуктом в стерильных условиях, т.е. стерильных, безмикробных условиях – это асептический метод консервирования продукции.
Наши сотрудники готовы оказать научно-техническую помощь в разработке научно-обоснованных режимов пастеризации и стерилизации широкого ассортимента пищевой продукции, в т.ч. и детского питания, в стерилизационных аппаратах любой конструкции, упакованной в металлическую, стеклянную, пластмассовую, ламинированную или комбинированную из этих материалов тару, провести разработку научно-обоснованных режимов стерилизации консервов в лабораторном горизонтальном ротационном автоклаве фирмы «Панини» (Италия), а также консультативную помощь при выборе стерилизационного оборудования, обучение обслуживающего персонала, научно-методическую помощь в ос-воении СВЧ-комплексов для пастеризации компотов и маринадов в стеклянной таре.

Чем отличаются стерилизация, пастеризация и ультрапастеризация

Особенности различных видов термической обработки молока — стерилизация, пастеризация, ультрапастеризация

Тепловая обработка молока нужна для того, чтобы увеличить срок его хранения и обеззаразить продукт. Сделать это можно несколькими путями — стерилизацией, пастеризацией, ультрапастеризацией. Каждый из способов имеет свои плюсы и минусы. У нас можно купить молоко оптом любой термообработки.

Характеристика способов тепловой обработки

При пастеризации молоко нагревается один раз до 60°С в течение одного часа, еще один вариант — выдерживается температура 70—80 °C в течение 30 минут. Хранить такое молоко можно только в холодильнике: при благоприятных условиях для развития спор последние начнут активно размножаться.

При ультрапастеризации продукт нагревается до 135—150 °C в течение нескольких секунд, после чего сразу охлаждается до 4—5 °C. Такая тепловая обработка позволяет достигнуть нескольких целей:

• полностью уничтожаются патогенные микроорганизмы;
• убиваются споры бактерий.

После ультрапастеризации молоко разливается в многослойные пакеты тетрапаки. Такой продукт дольше хранится и его можно держать при комнатной температуре. В открытом виде молоко остается свежим на протяжении пяти дней, но после этого оно не киснет, а прогоркает.

Еще один вид тепловой обработки — стерилизация. При нем молоко выдерживается при температуре 100°С в течение 30 минут. Это позволяет полностью уничтожить бактерии, микроорганизмы, споры, прионный белок. Продукт хранится дольше, но вместе с этим теряет часть полезных веществ.

Разница в тепловой обработке заключается не только в сроке хранения. После ультрапастеризации и стерилизации молоко не становится ядовитым и его спокойно можно использовать для приготовления пищи. Его также применяют при приготовлении молочных продуктов — йогуртов, кефиров, ряженок. Но для этого потребуется специальная закваска.

Приобрести молоко оптом можно в нашем магазине. В ассортименте представлены пакеты и бутылки по 500 и 900 мл. Есть продукты после пастеризации, стерилизации, ультрапастеризации. Также молоко различается по степени жирности.

Оказывается, это так просто! Десять способов стерилизации банок для заготовок

12 августа 2021 14:01
 

Наступила горячая пора для хозяек, созревает урожай и нам хочется сохранить часть даров лета и осени на долгую зиму. Ведь как замечательно открыть баночку с душистым вареньем или с маринованными огурчиками на праздник, для гостей или просто на ужин. Наши бабушки не заморачивались и многие овощи солили в бочках, а хранили в холодном погребе. Сейчас у многих такой возможности нет. Поэтому одним из самых популярных способов хранения заготовок является консервирование с помощью стерилизации. Как стерилизовать банки для заготовок многие из опытных хозяек знают. Но начинающим хочу рассказать об основных правилах подготовки и стерилизации банок. Ведь так жалко, когда тратишь много времени и труда на консервацию, а она не «доживает» даже до Нового года. Даже у опытных хозяек случаются неудачи, избежать которые помогут эти советы.

Как ни странно звучит, но считается, что для консервирования более пригодны банки, которые хотя бы раз уже были в употреблении. Это наверное объясняется физикой — закаленное стекло.

Если у вас банки новые, то перед стерилизацией рекомендую их подержать под струей горячей воды (изнутри и снаружи), пусть привыкнут к высоким температурам.

А вот крышки желательно использовать новые. Правда, закручивающиеся крышки я использую и несколько раз, если они не деформированы.

Если у вас металлические крышки с резинками, убедитесь в наличии последней в каждой крышке и проверьте, чтобы резинка идеально подходила по размеру.Крышки должны быть без коррозии метала, иначе это может привести к непригодности заготовки во время хранения.Если крышки сохранили запах от прежних заготовок, залейте их водой с уксусом или соком лимона минут на 20, а затем промойте.

Проверьте целостность горлышка каждой банки. Для этого просто проведите пальцем по поверхности горлышка банки и убедитесь, что скола нет.

Если пользуетесь закручивающими крышками, советую перед стерилизацией подготовить для каждой банки соответствующую крышку и туго закрутить ее на банке. Если крышка не прокручивает, то смело можно готовить ее к стерилизации. Можно налить внутрь немного воды, закрутить крышку и перевернуть.

Главное условие подготовки банок и крышек для консервирования — чистота:

банки и крышки предварительно промываются горячей водой с содой;

кухонные полотенца и тряпочки для мытья посуды должны абсолютно чистыми;

губку для посуды желательно использовать новую и после хранить ее отдельно только для мойки банок;

если собираетесь использовать очень загрязненные банки, то перед мытьем наполните их горячей водой и оставьте на 3 часа отмокнуть; и, конечно же, должны быть тщательно вымыты все овощи, фрукты или ягоды, которые вы будете консервировать.

Стерилизация банок в электрической духовке

Банки и крышки ставим в холодную духовку на решетку горлышком вниз. Можно банки ставить и горлышком вверх, особенно если от мытья в них осталась вода, но тогда на дне останется не вредный, но неэстетичный белый налет.

Рядом можно уложить и металлические крышки.

Устанавливаем режим «конвекция» с обдувом или «верхний-нижний жар».

Устанавливаем температуру 140-150 °С .

Дверцу духовки закрываем и стерилизуем банки.

Сколько минут стерилизовать банки? — 2- 3-х литровые в течение 20 минут, литровые — 15 минут, а 500 — граммовые и меньше — 10 минут.

По истечении времени банки достаем из духовки с помощью кухонных рукавиц или прихваток и ставим на чистое кухонное полотенце. Рукавицы должны быть сухие, иначе банки могут лопнуть Горячие заготовки в банку можно выкладывать сразу же, а для холодных банка должна немного остыть.

Стерилизация банок в  духовке газовой плиты

Процедура стерилизации банок в газовой духовке в принципе такая же, как и в электрической, но есть небольшие различия.

Как и в первом случае, банки ставим в холодную духовку. Горлышком вниз или вверх — решайте сами.

Не ставьте банки в духовку очень плотно, иначе они могут лопнуть

Газовую духовку сначала прогреваем, т.е. включаем на 50 градусов, а минут через 5 температуру увеличиваем до 180 °С.

Продолжительность стерилизации такая же как и в электрической духовке, зависит от объема банки. Повторим: 2- 3-х литровые банки стерилизуем в течение 20 минут, литровые — 15 минут, а 500 — граммовые и меньше — 10 минут.

После того, как отключите духовку, откройте дверцу и дайте банкам немного остыть.

Вынимайте горячие банки с помощью рукавиц, не обожгитесь.

Стерилизация в микроволновке

Банки обязательно промываем с содой и наливаем в каждую 1-2 см воды. В 3-х литровую банку наливаем 1 стакан воды.

Банки ставим в микроволновку, оставляя немного пространства. 2-3 -х литровые банки укладываем на бочок.

При мощности печи 700 — 800 Вт 0,5 -1 литровые банки стерилизуем 3 минуты, а для 3-х литровых потребуется 5-6 минут. Главное правило: после закипания воды в банке должно пройти 3 минуты. Чем больше объем банки или количество банок, тем требуется больше времени.

Вынимаем банки из микроволновки сухими рукавицами, выливаем оставшуюся воду из банок и выставляем банки на чистое сухое полотенце.

Стараемся сразу же горячие банки наполнить горячими заготовками.

Металлические крышки стерилизовать в микроволновке нельзя!

Как стерилизовать банки в кастрюле с водой

Ну и все мы помним и еще часто применяем простой классический способ стерилизации банок в кастрюле с кипящей водой. Для этого способа подойдет кастрюля большего диаметра, чтобы поместилось как можно больше банок. Дно кастрюли застилаем полотенцем и наливаем холодную воду. Уровень воды определяйте сами, главное, чтобы банки были полностью покрыты водой.

Вымытые банки ставим на дно кастрюли, горлышком вверх, банки должны полностью погрузиться в воду.

Не ставьте банки слишком плотно друг к другу, так как при кипении воды они могут лопнуть.

После того, как закипит вода в кастрюле, должно пройти 15 минут и можно будет осторожно вынимать по одной с помощью рукавицы или специального приспособления.

В этой же кастрюле одновременно можно прокипятить и крышки.

Стерилизованные банки ставим горлышком вниз на чистое кухонное полотенце.

Полотенце, на которое будете ставить стерилизованные банки, предварительно прогладьте горячим утюгом с двух сторон

Стерилизация банок на пару

Этот способ тоже весьма распространен у хозяек с давних времен и не требует особых приспособлений. Правда, внутрь кастрюли нужно поместить решетку с дырочками, на которую можно будет поставить банки. Такие решетки продаются в магазинах, а если таковой нет, то можно приспособить сито или дуршлаг.

Кастрюлю наполняем на 2/3 водой и устанавливаем внутрь решетку или сито.

Банки ставим на решетку горлышком вниз.

После того как закипит вода, засекаем время: банки до 2 литров стерилизуем 10 минут, а 2-3 -литровые 15 минут.

Когда банки готовы, капельки воды начнут стекать внутри банок по стенкам вниз.

После стерилизации банки ставим горлышком вниз на полотенце.

После стерилизации банки можно использовать для заготовок в течение двух суток. Главное, их не трогать и не прикасаться к горлышку банки.

Стерилизация банок над чайником

Этот способ знаком даже нашим бабушкам. Он простой и удобный, но медленный. Он позволяет стерилизовать только по одной банке. Тем не менее, иногда годится и такой, например на даче или если у вас только несколько банок для заготовок. Большие 2-3-литровые банки стерилизуем 15 минут, а банки меньшим объемом — 10 минут.

Причем, можно просто подержать банку над носиком кипящего чайника, этот способ все-таки годится для банок поменьше.

А можно еще стерилизовать банки на горлышке чайника, причем не только большие, но и поменьше с помощью маленькой хитрости.

Стерилизация банок в пароварке

Один из простых и доступных способов — это с помощью пароварки, при ее наличии, конечно. 

Наливаете в резервуар воду.

Ставите банки на решетку горлышком вниз и накрываете пароварку сверху крышкой.

Включаете пароварку на 15 минут и занимаетесь в это время другими делами.

Стерилизация банок в мультиварке

Эволюция идет вперед и на нашей кухне прочно обосновалась мультиварка для приготовления разнообразных блюд. Оказывается, мультиварку также как и пароварку можно использовать для стерилизации банок.

Как стерилизовать банки с заготовками

Некоторые рецепты заготовок требуют стерилизации вместе с наполненными банками. Этот способ обычно применяется для консервированных овощей, салатов, аджики, грибов и др.

Как стерилизовать банки с заготовками в кастрюле с водой

Воды в кастрюлю наливаем в зависимости от высоты банок. Вода должна доходить до плечиков банки.

Дно кастрюли застилаем полотенцем и ставим на него банки, не очень плотно, чтобы не разбились.

Банки с заготовками неплотно закрываем стерилизованными крышками.

После закипания воды в кастрюле 3-х литровые банки стерилизуем 30 минут, 2-х литровые — 20 минут, литровые и меньшим объемом — 10 минут.

Осторожно вынимаем банки с заготовками и  плотно закручиваем крышки.

Банки переворачиваем вниз горлышком и накрываем сверху полотенцем.

Как стерилизовать банки с заготовками в духовке

Этот способ удобен тем, что одновременно можно стерилизовать много банок, особенно если банки небольшие

Банки наполняем содержимым и закрываем неплотно крышками.

Помните, что не должно быть большой разницы температур банки и заготовки. То есть, если у вас горячий салат, то банку подержите под струей горячей воды. А если в банку наливаете горячий маринад, то делайте это постепенно, понемногу.

Духовку в течение 5 минут разогрейте до 40-50 градусов. Поставьте банки в теплую духовку и установите температуру 140-150 ° С.

Стерилизуйте 3-х литровые банки в течение 30 минут, 2-х литровые — 20 минут, а меньшего объема — 10-15 минут.

Вынув из духовки, банки сразу же следует плотно закрыть крышками.

Как видим, способов стерилизации банок много, каждая хозяйка может выбрать для себя самый приемлемый, а может воспользоваться сразу несколькими. Главное, чтобы процесс приготовления вкусных деликатесов в банках на зиму вам приносил радость от мысли, что всем этим вы поделитесь с близкими и надолго законсервируете лето в банках.

EtO — Стерилизация оксидом этилена

В предыдущей «Серии методов высокотемпературной стерилизации» обсуждались наиболее распространенные методы тепловой стерилизации для грузов, не чувствительных к теплу, и основное внимание уделялось наиболее популярному в отрасли методу (и, конечно же, нашему опыту) стерилизации паром и качеству пара. Теперь мы рассмотрим методы низкотемпературной стерилизации термочувствительных и чувствительных к влаге грузов, с серией публикаций, открывающих обсуждение химических и газовых методов.

Зачем использовать альтернативные методы пара? Мы хвалили стерилизацию паром и показали, что она идеально подходит для уничтожения бактерий, грибков и спор.Мы упоминали об этом как о наиболее экономически эффективном и простом доступном методе, но пар применим не ко всем материалам и инструментам. Развитие медицинских процедур привело к увеличению использования тонких инструментов, которые нельзя стерилизовать паром. Это потому, что они не могут выдерживать более высокие температуры или влажность пара. Оборудование, чувствительное к теплу и влаге, требует альтернативных методов стерилизации.

Газ EtO является канцерогенным, взрывоопасным и мутагенным.

Давайте начнем обсуждение с предупреждения. Использование ядовитых газов должно по-прежнему ограничиваться стерилизацией продуктов, для которых нет альтернативных методов. Очевидная причина в том, что все, что убивает микроорганизмы, смертельно и для человека. Большинство химикатов и газов для стерилизации уже представляют опасность для здоровья человека и даже в очень низких концентрациях. Мы всегда должны учитывать, что нам необходимо провести тщательный анализ рисков, чтобы увидеть, является ли использование ядовитого газа неизбежным.Оксид этилена (EtO) — обычный газ, используемый для низкотемпературной стерилизации. Это бесцветный ядовитый газ, поражающий клеточные белки и нуклеиновые кислоты микроорганизмов. Чаще всего он используется для стерилизации инструментов с длинным просветом, таких как эндоскопы, и всех материалов, которые необходимо стерилизовать, но не выдерживают более высоких температур. Используются рабочие температуры EtO от 25 до 55 ° C. Более низкая температура приводит к менее эффективному процессу, что приводит к увеличению времени выдержки.

Цикл стерилизации EtO

Типичный цикл стерилизации EtO состоит как минимум из трех стадий:

• Предварительная подготовка
• Стерилизация
• Аэрация (дегазация)

Время цикла обычно более 14 часов.

Предварительная подготовка

Предварительное кондиционирование подготавливает среду в камере к идеальным условиям по температуре, давлению и влажности. Сначала воздух удаляется из камеры, чтобы обеспечить проникновение газа.Выполняется тест на герметичность, чтобы гарантировать безопасность персонала и окружающей среды. Затем в камеру нагнетается пар, который увлажняет загрузку, поскольку EtO эффективен только во влажной среде. Камера нагревается паром или горячей водой, находящейся в рубашке. Обычно в рубашке поддерживается одинаковая температура 24 часа в сутки, 7 дней в неделю, чтобы минимизировать колебания температуры.

Стерилизация

Второй этап — это собственно процесс стерилизации. EtO попадает в камеру путем испарения с определенным количеством пара для поддержания уровня влажности, а также для обеспечения того, чтобы EtO достиг всех частей загрузки.Когда необходимая концентрация в камере и загрузке достигнута, начинается фактическая стадия стерилизации. Чем ниже концентрация газа в камере, тем больше время стерилизации. Поскольку EtO абсорбируется многими видами пластиков, важно поддерживать его концентрацию на нужном уровне. Для этого через некоторое время в камеру иногда добавляют EtO. Очень важно обеспечить соответствующий уровень концентрации EtO в камере для достижения эффективной и безопасной стерилизации.

Аэрация (дегазация)

Аэрация — самая важная и самая продолжительная часть цикла стерилизации EtO. Как уже упоминалось, такие материалы, как пластмассы и резина, поглощают газ, и при нанесении на пациента ядовитый газ может повредить ткани их тела! По этой причине очень важно иметь стадию чрезмерной аэрации, чтобы удалить любой оставшийся газ EtO и позволить абсорбированному газу снова испариться из стерилизованных предметов. Это достигается за счет циркуляции воздуха, отфильтрованного HEPA, над грузом при температуре от 30 ° C до 50 ° C.Обычно используемый период времени для этой процедуры аэрации составляет 48 часов, что приводит к очень медленному обороту инструмента. Требуется специальная инфраструктура с газонепроницаемым вентиляционным трубопроводом на крышу или к катализатору. Стерилизатор не может использовать систему вентиляции больницы, потому что это слишком опасно. Специальный вентиляционный трубопровод необходимо полностью проверить на утечку газа, поскольку это единственный способ минимизировать риски.

Однако есть некоторые преимущества. Стерилизатор EtO может иметь очень большую камеру, даже до 7 м³.Они часто используются для стерилизации большого количества продуктов, которые нельзя стерилизовать паром. При производстве марли или нетканых материалов, таких как одноразовые халаты, их необходимо стерилизовать перед поступлением в больницу. Их часто стерилизуют EtO, потому что пар может повредить или деформировать эти материалы.

Подводя итог, стерилизацию EtO следует использовать только тогда, когда другой метод не подходит.

Преимущества EtO:

• Низкотемпературный
• Высокая эффективность — уничтожает микроорганизмы, в том числе устойчивые споры
• Большой стерилизационный объем / вместимость камеры
• Не вызывает коррозии: пластик, металл и резина

Недостатки:

• Чрезмерно длинный цикл
• Проблемы безопасности — канцерогенные для человека
• Проблемы токсичности — токсичные остатки на хирургических инструментах и ​​трубках
• Не рекомендуется для гибкого прицела
• EtO легко воспламеняется
• Требуются особые условия в помещении, оборудование для обеспечения безопасности и отдельная система вентиляции
• Относительно высокие годовые затраты на техническое обслуживание, ремонт и расходные материалы

Beat Загрязнение клеточной культуры с помощью стерилизации сухим жаром

Устранение контаминации клеточной культуры для максимальной защиты образцов, вероятно, основная задача, стоящая перед лабораториями клеточных культур.Автоматический цикл высокотемпературной стерилизации, встроенный в инкубатор CO ₂ , является отличным выбором для защиты культур. Однако есть некоторые ключевые моменты, которые следует учитывать, поскольку не все высокотемпературные циклы одинаковы.

Выбирайте проверенное

Стерилизация сухим жаром — особенно эффективный процесс, когда речь идет о стерилизации твердых поверхностей. Теплопроводящие свойства таких материалов позволяют легко стерилизовать их с помощью процессов сухого нагрева.Эта технология особенно подходит для уничтожения микроорганизмов и устойчивых спор грибов, которые вызывают серьезную озабоченность в лабораториях по культивированию клеток. Поскольку для медицинских инструментов обычно используется стерилизация сухим жаром, Фармакопеи США и Европейского Союза содержат специальные тесты для подтверждения правильности процесса стерилизации как такового. Для стерилизации сухим жаром обе Фармакопеи требуют доказательства стерилизации с использованием не менее одного миллиона (1 x 10 ⁶ ) спор Bacillus subtilis из определенного штамма с четко определенной термостойкостью.Они также требуют, чтобы в таком цикле воздух постоянно циркулировал с помощью вентилятора или воздуходувки. Фармакопея США также требует подхода «избыточного уничтожения», при котором смертельный процесс, в данном случае стерилизация сухим жаром, удваивается для получения дополнительных 6 журналов (10 ⁶ ) уровня гарантии стерильности (SAL).

Основные соображения

CO ₂ инкубаторов от разных производителей предлагают различные температуры стерилизации, поэтому выбор лучшего может вызвать затруднения.Вот почему Фармакопеи теперь требуют доказательства, а не просто перечисляют заданную температуру. Частично проблема с установлением температуры заключается в том, что зачастую инкубатор никогда не достигает заданной температуры. Чаще всего камера может достигать этой температуры в одной области, например, на задней части верхней полки, но в других областях максимальная температура намного ниже, что потенциально позволяет микроорганизмам в этих более холодных областях выжить в цикле и повторно заселить инкубатор. Таким образом, ищите автоматизированный цикл высокотемпературной стерилизации, который доказывает эффективность, удаляя один миллион (6 журналов) спор Bacillus subtilis , и доказывает, что все области камеры достигают заданной температуры.

Еще один вариант использования влажного тепла для стерилизации, а не сухого тепла. Преимущество здесь состоит в том, что можно использовать более низкую температуру, что может позволить датчикам оставаться в камере во время цикла. Вода добавляется непосредственно перед запуском цикла. Это аналогично, но не идентично использованию стерилизации паром в автоклаве. Вода способствует прорастанию термостойких невегетативных бактериальных спор, что делает их менее термостойкими. Опять же, для такого варианта ищите доказательства уничтожения одного миллиона спор Bacillus subtilis и доказательства того, что камера достигает заданной температуры, например 90 ° C.

Несмотря на то, что на протяжении многих лет были разработаны различные методы уничтожения загрязняющих веществ, стерилизация сухим жаром остается одним из самых надежных и эффективных методов стерилизации. При использовании этого метода следует учитывать ряд факторов, и выбор инкубатора, построенного с учетом этих факторов, будет иметь большое значение для обеспечения того, чтобы ваши культуры оставались свободными от контаминантов.

Поделиться статьей

Улучшенная стерилизация чувствительных биоматериалов сверхкритическим диоксидом углерода при низкой температуре

Реферат

Разработка биорезорбируемых материалов для имплантатов стремительно продолжается.Стерилизация этих материалов неизбежна для обеспечения гигиенических требований к важным медицинским устройствам в соответствии с директивой по медицинским устройствам (MDD, 93/42 / EG). Биоматериалы, содержащие биополимеры, часто очень чувствительны к классическим процедурам стерилизации, таким как пар, обработка оксидом этилена или гамма-облучение. Обработка сверхкритическим CO ₂ (scCO ₂ ) является многообещающей стратегией для окончательной стерилизации чувствительных биоматериалов при низкой температуре. В сочетании с небольшим количеством добавок обработка scCO ₂ эффективно инактивирует микроорганизмы, в том числе споры бактерий.Мы разработали процедуру стерилизации scCO ₂ при добавлении 0,25% воды, 0,15% перекиси водорода и 0,5% уксусного ангидрида. Процедура была успешно протестирована на инактивацию широкого спектра микроорганизмов, включая эндоспоры различных видов бактерий, вегетативные клетки грамположительных и отрицательных бактерий, включая микобактерии, грибы, включая дрожжи, и бактериофаги. Для надежного тестирования эффекта стерилизации в отношении последующего применения стерилизации материалов имплантата все микроорганизмы были помещены в цилиндры из альгината / агарозы, которые использовались в качестве устройств для проверки процесса (PCD).Эти PCD служили суррогатными моделями для биорезорбируемых трехмерных каркасов. Кроме того, было проанализировано влияние стерилизации scCO ₂ на механические свойства гидрогелей на основе полисахаридов и каркасов на основе коллагена. Было показано, что процедура менее подвержена механическим и реологическим свойствам по сравнению с общепринятыми методами низкотемпературной стерилизации, такими как гамма-облучение и воздействие оксида этилена, а также с традиционной стерилизацией паром. Цитосовместимость альгинатных гелей и каркасов из минерализованного коллагена сравнивали после стерилизации оксидом этилена, гамма-облучения, стерилизации паром и обработки scCO ₂ .Жизнеспособность и пролиферация мезенхимальных стволовых клеток человека не была нарушена обработкой этих материалов и каркасов scCO ₂ . Мы пришли к выводу, что стерилизация scCO ₂ с добавлением воды, перекиси водорода и уксусного ангидрида является очень эффективным, щадящим, нецитотоксичным и, следовательно, многообещающим альтернативным методом стерилизации, особенно для биоматериалов.

Образец цитирования: Bernhardt A, Wehrl M, Paul B, Hochmuth T., Schumacher M, Schütz K, et al. (2015) Улучшенная стерилизация чувствительных биоматериалов сверхкритическим диоксидом углерода при низкой температуре.PLoS ONE 10 (6):
e0129205.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129205

Академический редактор: Димитриос Зейголис, Национальный университет Ирландии, Голуэй (NUI Galway), ИРЛАНДИЯ

Поступила: 23 февраля 2015 г .; Одобрена: 6 мая 2015 г .; Опубликован: 12 июня 2015 г.

Авторские права: © 2015 Bernhardt et al. Это статья в открытом доступе, распространяемая в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution License, которая разрешает неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии указания автора и источника

Доступность данных: Все соответствующие данные находятся в пределах бумага.

Финансирование: Этот проект был поддержан в рамках программы финансирования Industrielle Gemeinschaftsforschung und -entwicklung (IGF) Федеральным министерством экономики и энергетики (BMWi) в связи с решением парламента Германии (номер гранта IGF 17455 BG). Поддержка также была получена от Немецкого исследовательского фонда и Публикационного фонда открытого доступа Технического университета Дрездена. Финансирующие организации не играли никакой роли в дизайне исследования, сборе и анализе данных, принятии решения о публикации или подготовке рукописи.

Конкурирующие интересы: Авторы благодарны службе стерилизации BBF, Kernen, за бесплатную гамма-стерилизацию, Webeco GmbH, Selmsdorf, за низкотемпературную формальдегидную / паровую стерилизацию, Jotec GmbH за предоставление каркасов Matricart и Syntacoll за предоставление бычий коллаген I. Это не влияет на приверженность авторов политике PLOS ONE в отношении обмена данными и материалами.

Введение

Стерилизация материалов тканевых трансплантатов является важной проблемой, поскольку эти материалы часто состоят из органических природных или синтетических полимеров, чувствительных к высоким температурам.Было показано, что методы низкотемпературной стерилизации, такие как гамма-облучение и обработка электронным пучком, а также газообразный оксид этилена (ЭО) и низкотемпературное воздействие формальдегидом / паром, изменяют морфологию, структуру и свойства поверхности различных органических полимеров [1–4] . Альтернативным методом инактивации микроорганизмов является применение плотной фазы и сверхкритического диоксида углерода (scCO ₂ ) [5–7]. ScCO ₂ предлагает множество преимуществ в качестве стерилизующего агента, поскольку он нетоксичен, нереактивен, обладает высокой проникающей способностью и легко удаляется путем сброса давления [8].Кроме того, из-за инертной природы CO ₂ сверхкритическая обработка не ухудшает морфологию, структуру и механические свойства биоматериалов. Различные грамположительные и грамотрицательные вегетативные бактерии были успешно инактивированы обработкой scCO ₂ [6, 8], однако для инактивации бактериальных эндоспор с помощью обработки scCO ₂ требуется либо высокая температура и давление, либо длительное время инкубации [9, 10] . Эти суровые условия не подходят для чувствительных биоматериалов, таких как полисахариды, образцы тканей или белки.Было показано, что добавление к процессу scCO ₂ небольшого количества летучих добавок увеличивает скорость инактивации бактериальных эндоспор [7]. Подходящими добавками, которые обеспечивают эффективную инактивацию бактериальных эндоспор, являются пероксиды, карбоновые кислоты, спирты и их смеси. Для стерилизации медицинских изделий требуется гарантированный уровень обеспечения стерильности (SAL). Для большинства медицинских изделий применяется SAL 10 ^–6 в соответствии с EN 556–1 [11].Различные группы продемонстрировали потенциал scCO ₂ в сочетании с небольшими количествами добавок для достижения требуемой SAL для бактериальных спор без высокой температуры и давления (Таблица 1).

Таблица 1. Обзор публикаций, описывающих потенциал scCO ₂ в сочетании с небольшими количествами добавок для достижения требуемого SAL 10 ^–6 для бактериальных спор без высокой температуры и давления (TFA = трифторуксусная кислота, PAA = надуксусная кислота ).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129205.t001

Все исследования, приведенные в таблице 1, были выполнены с использованием спор на бумажных полосках или металлических поверхностях. Однако инактивация микроорганизмов внутри трехмерных биоматериалов или образцов тканей имеет большее значение для эффективной стерилизации имплантатов. Караджанаги и его сотрудники [17] инокулировали гидрогели полиэтиленгликоля различными микроорганизмами, включая споры B . subtilis . Поскольку никаких добавок не применялось, адекватная микробная инактивация была достигнута только после длительного времени инкубации (4 и 6 часов) и высокой температуры (70 ° C). Другое исследование описало инокуляцию различных вегетативных бактерий и спор B . atrophaeus в бесклеточный дермальный матрикс свиньи [18]. Стерилизация scCO ₂ с добавлением 0,0055% перуксусной кислоты (PAA) снизила содержание спор до 10 ^–6 через 27 минут обработки.Хердеген и др. . [19] стерилизованные коллагеновые волокна, зараженные спорами B . atrophaeus с scCO ₂ . Воспроизводимая стерильность была достигнута при эффективной концентрации H ₂ O ₂ выше 300 мг / л, а процесс стерилизации был усилен циклическим изменением давления [19].

В нескольких исследованиях анализировалось влияние стерилизации scCO ₂ на механические свойства децеллюляризованных тканей, особенно костей и сухожилий.Николс и др. [20] изучали биомеханические свойства аллотрансплантатов (человеческое сухожилие и кортикальная кость) и наблюдали лучшие биомеханические свойства после стерилизации scCO ₂ по сравнению с гамма-облучением. Аналогичные результаты были получены Расселом и соавторами при анализе механических свойств облученной гамма-излучением и стерилизованной scCO ₂ кортикальной кости кролика [21]. Кроме того, эти авторы продемонстрировали, что стерилизация scCO ₂ с различными добавками не повлияла на механические свойства кортикальной кости крупного рогатого скота [22], и было продемонстрировано, что стерилизованная костная стружка scCO ₂ способна залечить большеберцовый дефект критического размера в кролик [23].Baldini и др. . сообщили, что гамма-облучение и scCO ₂ не влияли на прочность аллотрансплантатов сухожилий человека, однако жесткость обработанных scCO ₂ образцов была значительно ниже по сравнению с гамма-облученными аллотрансплантатами [24]. Применение технологии scCO ₂ (в сочетании с перуксусной кислотой в качестве добавки) для стерилизации различных тканей аллотрансплантата было успешно коммерциализировано (NovaSterilis, NY). Базовый патент на стерилизацию материалов scCO ₂ , в частности полимеров для доставки лекарств и имплантации, был выдан в 1999 году на основе работы Лангера и его сотрудников [25].Текущие исследования в области стерилизации биомедицинских устройств отражены еще в нескольких патентах [26]. Было проведено лишь несколько исследований влияния стерилизации scCO ₂ синтетических биорезорбируемых материалов. Донати и его сотрудники [15] проанализировали влияние scCO ₂ (с добавкой H ₂ O ₂ ) на биомедицинские пластмассовые материалы и биоактивные покрытия и обнаружили лишь небольшие изменения механических свойств обработанных материалов. .Однако об исследованиях влияния стерилизации биоматериалов scCO ₂ на клеточную адгезию и жизнеспособность еще не сообщалось.

В настоящем исследовании оценивается модифицированный процесс стерилизации scCO ₂ с добавлением H ₂ O ₂ в сочетании с уксусным ангидридом. Мы исследовали инактивацию широкой панели микроорганизмов, включая бактериальные споры, после помещения микроорганизмов в цилиндры с альгинатом / агарозой и запечатывания их в пакеты из тайвека / фольги для моделирования условий стерилизации биоматериалов в стерильной барьерной упаковке.Впоследствии было проанализировано влияние стерилизации scCO ₂ на механические свойства гидрогелей и материалов имплантатов на основе коллагена. Наконец, мы хотели ответить на вопрос, изменяет ли обработка scCO ₂ каркасов на основе альгината и коллагена биологический ответ in vitro из-за возможных остаточных токсичных добавок или структурных изменений материалов.

Материалы и методы

Стерилизация

Устройства для обработки вызовов (PCD).

Для исследований по инактивации микробов тестовые микроорганизмы помещали в цилиндры из альгината / агарозы. Эти цилиндры использовались в качестве устройств для проверки процесса (PCD) для моделирования стерилизации трехмерных каркасов. Сначала 10 ⁸ –10 ⁹ микроорганизмов были центрифугированы и суспендированы в 500 мкл 2% раствора альгината с образованием сферы после сшивания с 0,5 М раствором хлорида кальция. Сферы были дополнительно включены в 2% агар-агар с использованием стратегии «сэндвич», в результате чего были получены цилиндры диаметром 10 мм, содержащие центральное депо микроорганизмов (рис. 1А).Наконец, PCD были запечатаны в пакеты из тайвека / фольги для создания системы стерильной барьерной упаковки в соответствии с EN 556–1 [11]. Для обработки scCO ₂ PCD, каркасы или порошки материалов запаивали в пакеты из тайвека / фольги и подвергали scCO ₂ в течение различного времени инкубации.

Рис. 1.

10 ⁸ –10 ⁹ тестовых микроорганизмов, встроенных в альгинатные / агарозные цилиндры (A). Судан Ред G как индикатор для жидкого CO ₂ (18 ° C, 5,5 МПа) (B) и scCO ₂ .(34–38 ° C, ~ 7,3 — ~ 9,0 МПа) (С). Ширина шкалы составляет 10 мм.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129205.g001

Для количественной оценки выживших микробных клеток PCD извлекали из автоклава и переносили каждый в небольшие пластиковые пакеты (Whirl-Pak, Nasco). После добавления 2 мл 0,9% раствора NaCl PCD протирали (растирали вручную) в течение 20 мин до получения гомогенной суспензии. После приготовления серийных разведений в 0,9% растворе NaCl суспензии высевали на CASO-агар.Количество выживших клеток определяли путем подсчета колониеобразующих единиц (КОЕ).

Индикатор для scCO

₂ .

Разработан индикатор для контроля фазового перехода жидкого CO ₂ в сверхкритическое состояние (scCO ₂ ). Кусок фильтровальной бумаги размером 20 × 20 мм (Machery Nagel, MN 640W, диаметр 90 мм) пропитывали раствором Sudan Red G (Sigma Aldrich) (1,5 мг / мл в этаноле), сушили, снова пропитывали. После высыхания окрашенную фильтровальную бумагу обернули в фильтровальный диск диаметром 90 мм и запечатали в два пакета из тайвека / фольги (рис. 1В).В случае успешного перехода жидкого CO ₂ в сверхкритическое состояние краситель растворялся и становился видимым через фольгу пакетов tyvek (рис. 1C). Каждый процесс стерилизации scCO ₂ был дополнен таким индикатором scCO ₂ .

ScCO

₂ лечение.

ScCO _{2 Обработку} проводили в автоклаве из нержавеющей стали объемом 750 мл (J&W Scientific, Inc.), оборудованном впускным и выпускным клапанами, манометром и предохранительным клапаном (P _max : 10.0 МПа). ПХД, порошки предшественников каркаса или каркасы запаивали в пакеты из тайвека / фольги, вставляли в автоклав и смесь добавок переносили пипеткой на дно автоклава. Затем автоклав был заполнен CO ₂ (300 г жидкого CO ₂ , 18 ° C, 5,5 МПа). При нагревании автоклава жидкий CO ₂ переводился в сверхкритическое состояние (~ 38 ° C, ~ 8,5 МПа). PCD подвергали обработке scCO ₂ в течение 5, 15, 30 и 45 мин, порошки предшественников каркасов и каркасы в течение 45 мин при ~ 8 мин.5 МПа и ~ 38 ° С. Все образцы обрабатывали в присутствии 0,25% воды / 0,15% H ₂ O ₂ / 0,5% уксусного ангидрида (Sigma). Сброс давления во всех случаях производился в течение 6,5 мин.

Классические методы стерилизации.

Для сравнения биоматериалы и порошки прекурсоров стерилизовали паром (121 ° C, 20 мин, автоклав D23, Systec, Германия), гамма-облучением (> 25 кГр, ⁶⁰ Co) (BBF Sterilization Service, Кернен, Германия), оксид этилена (EO) (центральная стерилизационная установка, университетская клиника Дрездена) и формальдегид / пар (Webeco GmbH).

Подготовка материалов

Цилиндры из альгинатного гидрогеля.

Альгинат натрия из бурых водорослей (Sigma), стерилизованный паром, гамма-облучением или обработкой scCO ₂ растворяли в деионизированной воде в виде 2% раствора. Для каждого образца раствор альгината подвергали поперечной сшивке в стеклянном химическом стакане объемом 10 мл после опрыскивания 1 М раствором CaCl ₂ (Sigma) для создания начальной альгинатной гелевой мембраны на поверхности. После этого остаточный раствор CaCl ₂ был осторожно покрыт слоем.После инкубации в течение 66 ч при комнатной температуре гелеобразование цилиндров было завершено, и стабильные гели были удалены из стаканов. Образцы были вырезаны до конечной высоты 16 мм.

Земельный участок.

Альгинатный порошок (Sigma) стерилизовали паровой стерилизацией. Готовили 3% раствор альгината в PBS и 9% метилцеллюлозе (MC, Fluka), стерилизовали гамма-облучением или добавляли обработку scCO ₂ и оставляли набухать в течение дополнительных 2 часов при комнатной температуре. После окончательного перемешивания смесь полисахаридов наносили на 3D-принтер для биологических каркасов (BioScaffolder 2.1, Гезим, Германия). Сшивание конечной конструкции было достигнуто путем вымачивания в 100 мМ растворе CaCl ₂ в течение 30 мин.

Каркасы на основе коллагена.

Минерализованный коллаген был изготовлен, как было опубликовано ранее [27]. Вскоре кислый раствор бычьего коллагена I (Syntacoll, Германия) нейтрализовали ТРИС-буфером, содержащим ионы кальция и фосфата. Синхронная рефибрилляция и минерализация выполнялись при 37 ° C в течение примерно 16 часов. Минерализованный коллаген собирали центрифугированием и лиофилизировали в 96-луночных планшетах для получения цилиндрических каркасов диаметром 6 мм.Лиофилизированные каркасы химически сшивали с помощью 1 мас.% EDC в 80 об.% Этанола и после некоторых стадий промывки сушили вымораживанием второй раз. Наконец, каркасы разрезали до высоты 8 мм для анализа механических свойств и до 3 мм для экспериментов с культурами клеток.

Двухфазные коллагеновые каркасы (Matricart) были предоставлены Jotec GmbH.

Каркасы на основе коллагена были подвергнуты стерилизации в их конечном состоянии.

Механические свойства стерилизованных материалов

Механические свойства альгинатных каркасов из различных стерилизованных альгинатных порошков и различных стерилизованных минерализованных коллагеновых каркасов анализировали одноосным прессованием с использованием Z010 (Zwick, Германия).Каркасы из альгинатного гидрогеля (n = 8; диаметр = 15 мм; высота = 16 мм) подвергали статическому сжатию со скоростью 0,1 мм / сек.

Образцы минерализованного коллагена (n = 12; диаметр = 6 мм; высота = 8 мм) инкубировали в моделируемой жидкости организма (SBF [28]) за 24 часа до тестирования, и статическое сжатие проводилось со скоростью 1% / с. Данные были проанализированы относительно модуля сжатия на линейном склоне.

Прочность на изгиб необработанных и по-разному стерилизованных двухфазных коллагеновых каркасов (Matricart) была измерена с использованием той же испытательной машины, оснащенной изготовленным на заказ устройством для четырехточечного изгиба (рис. 2) с 4 мм и 12 мм внутренним и 12 мм расстоянием между точками контакта, соответственно. , и скорость крейцкопфа 1 мм / мин.Образцы (3×1,8×20 мм, n = 6) помещали в испытательную установку плотным слоем сверху. Напряжение изгиба было рассчитано при деформации 5, 10 и 20% в соответствии с уравнением E1, где F _x — сила изгиба при x% деформации, l — расстояние между внутренней и внешней опорами и W . коэффициент поперечного сечения.

(E1)

Реологические свойства паст метилцеллюлоза / альгинат (n = 2) определяли при комнатной температуре с использованием реометра Physica MCR 300 (Anton Paar, Австрия) с геометрией пластина-пластина (диаметр пластины 50 мм, зазор 1 мм).Используя режим контролируемого напряжения сдвига (изменение напряжения от 1 до 2250 Па), измеряли скорость сдвига и рассчитывали вязкость.

Культура клеток

Мезенхимальные стволовые клетки человека (hMSC), полученные из костного мозга из гребня подвздошной кости двух здоровых доноров-мужчин (возраст: 30–37 лет), были любезно предоставлены группой профессора Мартина Борнхойзера (Медицинская клиника I, Университетская больница Дрездена). Письменное информированное согласие доноров было получено на использование этих образцов в исследованиях. Все процедуры были одобрены этической комиссией медицинского факультета Технического университета Дрездена.Размножение клеток до пассажа 5 и культивирование засеянных материалов проводили в среде DMEM (Gibco) с добавлением 10% фетальной телячьей сыворотки (FCS, Biochrom) из ранее выбранной партии, протестированной как подходящая для пролиферации hMSC, 2 мМ L-глутамина. , 100 Ед / мл пенициллина и 100 мкг / мл стрептомицина (все от Biochrom).

Для приготовления альгинатных шариков со встроенным hMSC 50 мкл клеточной суспензии, содержащей 5×10 ⁴ клеток, смешивали с 450 мкл 2% альгинатного золя в PBS, полученного из альгинатного порошка после стерилизации паром или scCO ₂ и экструдировали стерильным 23G иглу в стерильный раствор 100 мМ CaCl ₂ , чтобы сформировать шарики.После инкубации в течение 10 минут шарики промывали средой для культивирования клеток и, наконец, добавляли 500 мкл свежей среды.

Посев матриц из минерализованного коллагена (d = 6 мм, h = 3 мм) проводили после стерилизации ЭО, гамма-облучением или scCO ₂ . Матрицы засевали и культивировали, как описано ранее [29]. Вкратце, 50 мкл клеточной суспензии, содержащей 5 × 10 ⁴ клеток, наносили на верхнюю часть каждого каркаса после 24 ч предварительной инкубации каркасов в среде для культивирования клеток и пропитывания избытка среды стерильной фильтровальной бумагой.После 30 мин инкубации к засеянным клетками каркасам добавляли 500 мкл среды. После 5 дней культивирования в среду дополнительно добавляли 10 ^–7 M дексаметазона, 5 мМ β-глицерофосфата и 12,5 мкг / мл 2-фосфата аскорбиновой кислоты (все от Sigma) для индукции остеогенной дифференцировки. Весь эксперимент был повторен с клетками другого донора.

Жизнеспособность, пролиферация и остеогенная дифференцировка клеток

Активность ЛДГ и окрашивание МТТ.

Через день после образования альгинатных шариков с внедренным hMSC в культуральную среду добавляли 1.2 мМ 3- (4,5-диметилтиазол-2-ил) -2,5-дифенилтетразолий бромид (МТТ) (Sigma) с последующей инкубацией при 37 ° C в течение 4 часов. Образование темно-синего красителя формазана, преобразованного из МТТ митохондриальными дегидрогеназами живых клеток, было задокументировано с помощью стереомикроскопа (Leica, M 205 C). Дополнительные образцы альгинатных шариков со встроенными клетками (n = 4 на группу) дважды промывали PBS, замораживали при -80 ° C и размораживали. Лизис проводили с использованием 1% Triton X-100 в PBS в течение 30 мин при 37 ° C. Активность ЛДГ определяли с помощью набора Cytotox96 (Promega) в соответствии с инструкциями производителя.Калибровочная линия была построена из клеток 1 × 10 ⁴ , 2 × 10 ⁴ , 4 × 10 ⁴ и 8 × 10 ⁴ клеток, которые были лизированы таким же образом, чтобы можно было рассчитать количество клеток по активности ЛДГ.

Активность ЩФ и содержание ДНК.

После 1, 14 и 28 дней культивирования засеянные клетками каркасы из минерализованного коллагена (n = 3 на группу) дважды промывали PBS и замораживали при -80 ° C в 2 мл пробирках Nalgene, содержащих шесть керамических шариков (Peqlab, Германия).После оттаивания добавляли 450 мкл PBS и образцы гомогенизировали (2 × 10 с при 5900 об / мин, Precellys24, Peqlab). После добавления 50 мкл 10% Triton X-100 суспензию дополнительно инкубировали на льду в течение 50 мин. 2 × 10 мкл каждого образца применяли для анализа ДНК с использованием системы дцДНК QuantiFluor (Promega) в соответствии с инструкциями производителя. Снова была построена калибровочная линия из клеток 1×10 ⁴ , 2×10 ⁴ , 4×10 ⁴ , 8×10 ⁴ и 16×10 ⁴ клеток, которые лизировали в течение 50 минут в присутствии 1% Triton X-100 на льду. .Активность ЩФ определяли путем инкубации 20 мкл каждого образца с 80 мкл раствора субстрата (1 мг / мл 4-нитрофенилфосфата в 0,1 М диэтаноламине, 0,1% Triton X-100, 1 мМ MgCl ₂ , pH 9,8 — все от Sigma) в течение 30 мин при 37 ° C. После остановки ферментативной реакции с помощью 1 М NaOH оптическую плотность при 405 нм определяли с использованием считывающего устройства для микропланшетов (Spectra Fluor Plus, Tecan). Калибровочную линию устанавливали с использованием различных концентраций 4-нитрофенола. Активность ЩФ была связана с числом клеток для получения специфической активности ЩФ.

Статистический анализ

На рисунках показано среднее ± стандартное отклонение. Статистическую значимость оценивали с помощью однофакторного дисперсионного анализа и апостериорного критерия Тьюки (Origin).

Результаты

Инактивация микроорганизмов, встроенных в альгинатный гидрогель

Количество живых клеток всех тестируемых микроорганизмов в PCD альгинат / агароза, запечатанных в стерильные барьерные упаковочные системы тайвек / фольга, было уменьшено обработкой в ​​scCO ₂ при добавлении 0.25% воды / 0,15% H ₂ O ₂ / 0,5% уксусного ангидрида (рис. 3). Вегетативные бактерии, грибы и бактериофаги быстро инактивировались в течение нескольких минут. Для инактивации бактериальных эндоспор требовалась более продолжительная продолжительность процесса. Тем не менее, 4 из 5 видов бактериальных эндоспор были инактивированы с логарифмическим коэффициентом уменьшения 6 или выше после 30 или 45 минут обработки scCO ₂ . Только споры B . pumilis в некоторых экспериментах показал более низкую скорость инактивации.Однако расхождения в экспериментах с B . pumilis спор были довольно высокими. Согласно уже опубликованным результатам (Таблица 1) B . Споры pumilis сложно инактивировать, и для достижения надежной инактивации может потребоваться более длительное время работы. Аналогичные результаты инактивации были получены, когда ту же панель микроорганизмов инокулировали в пористые каркасы из минерализованного коллагена (d = 6 мм, h = 3 мм; данные не показаны). Следующие ниже эксперименты по влиянию scCO ₂ на биоматериалы и каркасы были выполнены в тех же условиях, что и при исследованиях инактивации с помощью PCD (8.5 МПа / 38 ° C в присутствии 0,25% воды / 0,15% h3O2 / 0,5% уксусного ангидрида). Наибольшее испытанное время инактивации (45 мин) было выбрано для всех последующих экспериментов, чтобы работать в условиях, достаточных для инактивации спор бактерий.

Рис. 3. Инактивация различных микробных клеток, внедренных в PCD альгината / агарозы, в результате обработки scCO ₂ в разные промежутки времени.

Инактивация отображается как коэффициенты уменьшения, RF-значения, что дает логарифмическое сокращение выживших ячеек (черные полосы).Каждый эксперимент проводили как минимум трижды (n = 3–10). Порог обнаружения, то есть максимальное количество клеток, которое может быть количественно определено для каждой партии PCD, отображается в виде белой полосы. Для RF-значений, которые достигают порога обнаружения, стандартное отклонение (линия) не приводится.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129205.g003

ScCO

₂ стерилизация полисахаридов — влияние на механические свойства получаемых гидрогелей

Альгинатные гидрогели.

Образцы гидрогеля, сформированные из альгината натрия, который был стерилизован в виде порошка паром, гамма-облучением или scCO ₂ , были проанализированы на прочность при сжатии и модуль упругости. Как и ожидалось, самые высокие значения как прочности на сжатие, так и модуля сжатия были получены для гидрогелей из нестерилизованного альгинатного порошка. Самая низкая прочность на сжатие (64,4% по сравнению с нестерилизованными образцами) была обнаружена после гамма-облучения альгината. Прочность на сжатие гидрогелей из альгината, обработанного scCO ₂ , была значительной (p <0.01) выше по сравнению с паровой и гамма-стерилизацией и достиг 89,1% по сравнению с нестерилизованными образцами. Модуль сжатия каркасов из альгината, обработанного scCO ₂ , существенно не изменился по сравнению с необработанными образцами альгината, в то время как гамма-облучение и стерилизация паром привели к снижению модуля сжатия полученных гидрогелей (рис. 4).

Рис. 4. Графики в виде прямоугольников, отображающие прочность на сжатие (а) и модуль (b) альгинатных гидрогелевых каркасов, полученных из необработанных (нестерильных) и стерилизованных по-разному альгинатных порошков.

В каждом квадрате показаны от 25 до 75 процентилей измеренной прочности и модуля, соответственно (n = 6). Квадраты (□) представляют средние значения, горизонтальные полосы внутри поля показывают медианное значение, а верхние и нижние полосы указывают верхнее и нижнее значения в пределах 1,5-кратного интерквартильного диапазона от верхнего и нижнего квартилей (соседние значения помечены как × ).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129205.g004

Метилцеллюлозно-альгинатные пасты для печати.

Пасты из стерилизованного паром альгината и различной обработки (нестерилизованная, гамма-облученная, обработанная scCO ₂ ) метилцеллюлозы (MC) (1: 3) были проанализированы на реологические параметры (рис. 5, таблица 2). Вязкость образцов резко снизилась после гамма-облучения порошка MC, в то время как обработка scCO ₂ практически не изменила реологические параметры паст. Стерилизация паром не применялась к метилцеллюлозе, поскольку она гелируется и агглютинируется при повышенной температуре.

Исследованные пасты были дополнительно протестированы на их пригодность для процесса 3D-печати. Пасты для печати на основе MC из порошков-предшественников, обработанных scCO ₂ , показали отличные характеристики построения графиков (фиг. 6B): гели гомогенно экструдировались из печатного сопла и образовывали устойчивые нити, сохраняющие желаемую форму каркаса.

Механические свойства каркасов на основе коллагена после стерилизации scCO

₂

Пористые каркасы из минерализованного коллагена.

Интересно, что гамма-облучение не повлияло на модуль сжатия фибриллированного, минерализованного и химически сшитого бычьего коллагена (минерализованных коллагеновых каркасов). Напротив, стерилизация ЭО уменьшилась, а обработка scCO ₂ даже увеличила модуль сжатия, что было статистически значимым в представленных экспериментах (p <0,01). (Рис 7)

Рис. 7. График в рамке, отображающий модули сжатия пористых каркасов из минерализованного коллагена после обработки с помощью различных процедур стерилизации.

Каждое поле показывает от 25 до 75 процентилей измеренного модуля. Квадраты (□) представляют средние значения (n = 6), горизонтальные полосы внутри прямоугольника показывают медианное значение, а верхние и нижние полосы указывают верхнее и нижнее значения в пределах 1,5-кратного интерквартильного диапазона от верхнего и нижнего квартилей (смежные значения помечены как ×).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129205.g007

Двухфазные коллагеновые каркасы (Matricart).

Мы использовали ЭО, гамма-облучение, формальдегид / пар и scCO ₂ для обработки пластырей, сделанных из микропористой коллагеновой матрицы и коллагеновой мембраны (Matricart) для изготовления аутологичных хрящевых имплантатов.После стерилизации пластыри разрезали на полоски 3 мм x 1,8 мм x 20 мм и проанализировали их свойства изгиба (рис. 8). Хотя в случае образцов, обработанных ЭО, можно было обнаружить небольшое увеличение напряжения изгиба, не было обнаружено значительного влияния метода стерилизации на свойства изгиба.

Рис. 8. Результаты измерения прочности на изгиб на образцах, стерилизованных по-разному: репрезентативные кривые напряжения-деформации (a) и прямоугольные диаграммы, отображающие значения напряжения изгиба при 5, 10 и 20% деформации (b-d).

В каждом поле показаны процентили от 25 ^{-го от} до 75 ^-го измеренного напряжения изгиба. Квадраты (□) представляют средние значения (n = 6), горизонтальные полосы внутри прямоугольника показывают медианное значение, а верхние и нижние полосы указывают верхнее и нижнее значения в пределах 1,5-кратного интерквартильного диапазона от верхнего и нижнего квартилей (смежные значения помечены как ×).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129205.g008

Цитосовместимость scCO

₂ обработанных биоматериалов

Альгинат.

Гранулы альгината со встроенным hMSC были изготовлены из стерилизованного паром, а также обработанного scCO ₂ альгината. После одного дня культивирования жизнеспособные клетки были обнаружены визуально по окрашиванию МТТ в обеих группах (фиг.9). Кроме того, количество жизнеспособных клеток оценивали путем измерения активности ЛДГ после лизиса клеток. Не было обнаружено значительных различий для стерилизованного паром и обработанного scCO ₂ альгината (рис. 9).

Рис. 9. Альгинатные шарики, полученные из стерилизованных паром и стерилизованных scCO ₂ порошков со встроенным hMSC.

Слева: окрашивание МТТ указывает на жизнеспособные клетки. Масштабная линейка = 1 мм. Справа: количество клеток, рассчитанное на основе активности ЛДГ после лизиса встроенных клеток (n = 4, полосы ошибок показывают стандартное отклонение от среднего).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129205.g009

Минерализованный коллаген.

Пористые каркасы из минерализованного коллагена стерилизовали ЭО, гамма-облучением и scCO ₂ . Пролиферацию и остеогенную дифференцировку hMSC анализировали в течение 4 недель.

В течение первых двух недель количество клеток (рассчитанное по содержанию ДНК) увеличивалось во всех группах. Интересно, что количество клеток на каркасах, обработанных scCO ₂ , было значительно (p <0,001) выше по сравнению с количеством клеток на каркасах, стерилизованных ЭО и облученных гамма-излучением, как через 14, так и через 28 дней культивирования. Остеогенную дифференцировку клеток оценивали путем определения активности ЩФ. Активность ЩФ на каркас после 28 дней культивирования была значительно выше на каркасах, обработанных scCO ₂ , по сравнению с обработанными гамма-излучением (p <0.05) и каркасы, стерилизованные ЭО (p <0,01) (рис. 10).

Рис. 10. Числа клеток, рассчитанные по содержанию ДНК и активности ЩФ hMSC, которые культивировали до 4 недель в пористых каркасах из минерализованного коллагена при остеогенной стимуляции.

Каркасы стерилизовали воздействием оксида этилена, гамма-облучением или scCO ₂ . Данные экспериментов с hMSC двух разных доноров были объединены (n = 6, каждый донор n = 3). Из-за различной пролиферации клеток данные были нормализованы до значений d14 гамма-облученных образцов, которые были установлены на 1.Планки погрешностей показывают стандартное отклонение от среднего (n = 6).

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129205.g010

Обсуждение

Антимикробная активность scCO ₂ уже была описана несколько десятилетий назад и в основном применялась для стерилизации пищевых продуктов. Точный механизм микробной инактивации с помощью scCO ₂ еще не выяснен. Однако предполагается, что особые свойства scCO ₂ , такие как низкая вязкость и высокая проницаемость, а также его амфифильное поведение, ответственны за экстракцию липидов клеточной стенки и внутриклеточных соединений, снижение цитоплазматического pH и инактивацию ключевых метаболических ферментов [6, 8].В течение последнего десятилетия предпринимались все более активные усилия по использованию обработки scCO ₂ для стерилизации биомедицинских устройств. В настоящем исследовании была проанализирована инактивация тестовых микроорганизмов в гидрогелевом PCD, запечатанном в стерильные барьерные пакеты Tyvek. Кроме того, было оценено влияние стерилизации scCO ₂ на механические свойства различных биополимеров и цитосовместимость биоматериалов, обработанных scCO ₂ . Другие показали, что одного scCO ₂ недостаточно для инактивации бактериальных эндоспор при температуре окружающей среды и что низкомолекулярные летучие добавки необходимы для достижения достаточной инактивации (см. Введение).Кроме того, добавление воды, которая, по крайней мере, растворима во фракциях [30, 31] в scCO ₂ , способствует высокой скорости инактивации [5]. Предполагается, что вода увеличивает проницаемость клеточной стенки, облегчая диффузию scCO ₂ [5]. Различные группы сообщали о более высокой антимикробной активности scCO ₂ в присутствии воды [5, 13]. В настоящем исследовании смесь уксусного ангидрида и перекиси водорода в воде была впервые использована для усиления микробной инактивации с помощью scCO ₂ .Мы обнаружили значительно повышенное снижение микробной активности по сравнению с обработкой scCO ₂ только с добавкой перекиси водорода в воде (данные не показаны). В нанесенной комбинации добавок три компонента будут далее реагировать с образованием смеси уксусной кислоты, перекиси водорода и перуксусной кислоты (PAA), которая известна как эффективное противомикробное средство. Уайт и его сотрудники [7] продемонстрировали, что в такой смеси ПАК является движущей силой для инактивации B . stearothermophilus эндоспоры, затем перекись водорода, в то время как уксусная кислота была не очень эффективной. Та же группа, кроме того, обнаружила, что PAA в сочетании с scCO ₂ был в 100 раз более эффективным по сравнению с одним PAA и в 5 раз более эффективным по сравнению с scCO ₂ с перекисью водорода. Большинство исследований по инактивации микробов проводится без внедрения микроорганизмов перед стерилизацией. Однако для стерилизации громоздких биоматериалов инактивация всей конструкции имеет решающее значение и должна быть продемонстрирована при оценке потенциала нового метода стерилизации.В настоящем исследовании микроорганизмы были встроены в альгинатные сферы, которые затем были помещены в цилиндры из агарозы. Хименес и соавторы [32] описали инактивацию грамположительных и отрицательных бактерий, инокулированных в модельный гидрогель, обработкой scCO ₂ . Однако споры бактерий в исследование не включались. Успешный scCO ₂ индуцировал инактивацию B . Споры subtilis , инокулированные в гидрогели ПЭГ обработкой в ​​относительно суровых условиях (70 ° C, 4–6 ч), сообщили Kaajanagi с соавторами [17].Интересно, что содержание воды внутри гидрогелей было достаточным для усиления инактивации микробов, и никаких дополнительных добавок не требовалось. В нашем исследовании мы продемонстрировали высокую скорость инактивации бактериальных эндоспор, инокулированных в гидрогелевые композиты. Мы пришли к выводу, что наш метод стерилизации эффективен для инактивации бактериальных эндоспор даже внутри пористых объемных биоматериалов. Окончательная стерилизация биомедицинских устройств обычно требует упаковки в стерильную барьерную систему. Ранее было показано, что тайвек, мембрана из волокон полиэтилена высокой плотности мгновенного формования, которая часто используется для упаковки устройств, стерилизованных гамма-, ЭО- и паром, может проникать через scCO ₂ [7, 18, 19 ].Таким образом, все стерилизации в этом исследовании проводились с использованием тестовых материалов, запечатанных тайвеком. Кроме того, были продемонстрированы условия для инактивации бактериальных эндоспор в гидрогелевом PCD, запечатанном в пакеты Tyvek (45 мин / 8,5 МПа / 38 ° C в присутствии 0,25% воды / 0,15% H ₂ O ₂ / 0,5% уксусной кислоты). ангидрид) были сочтены достаточными для стерилизации и использовались для следующих испытаний, касающихся влияния обработки scCO ₂ на механические свойства и биосовместимость биоматериалов.

Насколько нам известно, в настоящем исследовании впервые анализируются механические свойства альгинатных гидрогелей после стерилизации scCO ₂ по сравнению с классическими методами стерилизации. Известно, что гидрогели на основе полисахаридов очень чувствительны к стерилизации. В частности, гамма-облучение приводит к снижению молекулярной массы из-за разрывов цепи, что сопровождается потерей вязкости [33–35]. Недавно было показано, что гамма-облучение альгинатного порошка действует более разрушительно, чем стерилизация паром [36, 37].После гамма-стерилизации при 20 кГр молекулярная масса снизилась до 27%, а автоклавирование в течение 25 минут снизило молекулярную массу только до 76% [36]. Кроме того, та же группа выявила значительно более высокую деградацию композитов альгинат / гидроксиапатит из облученного альгината по сравнению с таковыми из автоклавированного альгината. Соответственно, Ху и др. [37] продемонстрировали потерю характеристической вязкости после стерилизации альгинатных порошков гамма-облучением (47,2% вязкость по сравнению с необработанным альгинатом) и стерилизации паром (75.5% по сравнению с необработанным альгинатом). Тем не менее, несмотря на меньшую жесткость, стерилизация альгината паром также вызывает значительные изменения механических свойств гидрогелей. В этом отношении после стерилизации паром сообщалось о значительном снижении модуля упругости альгинатных гидрогелей [38] и уменьшении удерживания воды в альгинатных гидрогелях [39]. В настоящем исследовании изучалось влияние стерилизации scCO ₂ на механические свойства альгинатных гидрогелей. В соответствии с уже приведенными данными гидрогели из гамма-облученного альгината показали наибольшее снижение прочности на сжатие и модуля упругости, в то время как механические параметры гидрогелей из стерилизованного паром альгината были значительно выше.Наименьшее снижение прочности на сжатие и модуля упругости по сравнению с необработанными образцами было обнаружено для гидрогелей, приготовленных из стерилизованного альгината scCO ₂ . Эти данные показывают, что обработка scCO ₂ может быть более щадящей по сравнению с паром и облучением. Преимуществом перед стерилизацией паром является пониженная температура, поскольку при умеренной температуре <40 ° C механизмы разложения, такие как кислотный гидролиз и высвобождение свободных радикалов, должны быть значительно уменьшены [36].По сравнению с гамма-облучением scCO ₂ обработка не должна расщеплять гликозидные связи внутри полисахаридной цепи. Кроме того, ценные результаты были получены при обработке метилцеллюлозы (MC) scCO ₂ . В нашем исследовании автоклавирование порошка метилцеллюлозы с водяным паром привело к сильной агглютинации, и поэтому дальнейшие эксперименты с обработанной таким образом метилцеллюлозой не проводились. Аналогичным образом, негомогенные растворы и белые осадки наблюдались после автоклавирования растворов гидроксипропилметилцеллюлозы [40].В нашем исследовании гамма-облучение MC вызвало значительную потерю вязкости паст MC / альгинат, в то время как вязкость паст метилцеллюлоза / альгинат из MC, обработанного scCO ₂ , была сопоставима с вязкостью необработанных образцов. Соответственно, Мэтьюз и соавторы [41] сообщили о резком снижении вязкости смесей альгинат / MC, которые подвергались облучению в сухом состоянии, а затем регидратировались. Интересно, что снижение вязкости увеличивается с увеличением содержания MC в смеси, что указывает на более высокую чувствительность MC по сравнению с альгинатом при воздействии гамма-излучения [41].

Помимо биоматериалов на основе полисахаридов, стерилизация других биополимеров требует щадящих процедур для сохранения структуры и механических свойств этих материалов. Коллаген, повсеместно распространенный белок внеклеточного матрикса, часто используется в качестве биоматериала для биомедицинских применений, таких как заживление ран и восстановление тканей. Автоклавирование не является вариантом стерилизации биоматериалов на основе коллагена, поскольку коллаген легко денатурируется при повышенных температурах. Стерилизация с использованием гамма-облучения и ЭО превосходит стерилизацию паром, хотя все еще есть изменения физических свойств, вызванные методами нетермической стерилизации [4].В настоящем исследовании влияние стерилизации scCO ₂ на механические параметры двух различных материалов на основе коллагена было проанализировано в сравнении с другими методами стерилизации. Пористые каркасы из минерализованного коллагена показали повышенный модуль сжатия после обработки scCO ₂ , в то время как стерилизация ЭО снизила его, а гамма-облучение не изменило модуль сжатия. Ранее было продемонстрировано, что ЭО может реагировать с аминокислотами лизином и гидроксилизином, что приводит к снижению стабильности спирали коллагена [42].Отсутствие ухудшения механической прочности при гамма-облучении может быть связано с относительно низкой дозой облучения (25–30 кГр) в нашем исследовании. Более того, в этом исследовании коллаген обрабатывали после минерализации и химического сшивания, которые стабилизируют каркас. Увеличение прочности на сжатие из-за обработки scCO2 было неожиданным. Возможно, размер зерен нанокристаллического гидроксилапатита изменился под действием повышенного давления. Чтобы прояснить это предположение, необходимы дальнейшие исследования с помощью просвечивающей электронной микроскопии.Стерилизация двухфазных коллагеновых пластырей, состоящих из коллагеновой мембраны и микропористой коллагеновой матрицы, не выявила значительного влияния на механические параметры. Прочность конструкций при изгибе существенно не различалась после стерилизации оксидом этилена, гамма-облучением, формальдегидом / паром и scCO ₂ . Наши результаты по влиянию стерилизации на механические свойства биополимеров показывают, что наибольшая польза от стерилизации scCO ₂ достигается для материалов на основе полисахаридов, в то время как материалы на основе коллагена также можно стерилизовать гамма-излучением без значительной потери жесткости и прочности на изгиб. .

Очень серьезное беспокойство вызывает влияние стерилизации на цитосовместимость обрабатываемых материалов. Это особенно важно для таких методов химической стерилизации, как ЭО и формальдегид / пар, поскольку оставшиеся остатки могут поставить под угрозу биосовместимость стерилизованных материалов. Однако применение органических добавок в процессе стерилизации scCO ₂ также необходимо изучить на предмет возможных цитотоксических эффектов. Chang и соавторы [43] проанализировали цитотоксичность порошка костного аллотрансплантата после стерилизации с помощью scCO ₂ .На клетки фибробластов L929 цитотоксический эффект не обнаружен; однако это исследование проводилось без органических добавок. Исследования влияния стерилизации на поведение клеток проводятся редко, поскольку в большинстве исследований анализируется влияние стерилизации на структурные и химические свойства обрабатываемых материалов. В недавно опубликованном исследовании изучалось влияние гамма-излучения, этиленоксида и дезинфекции с помощью PAA на начальную адгезию и пролиферацию клеток на децеллюляризованном каркасе на основе коллагена [44].Интересно, что оба метода стерилизации вызывают структурные изменения в этом особом каркасе, что ставит под угрозу клеточную адгезию и пролиферацию, в то время как каркасы, дезинфицированные ПАК, показали наибольшее количество клеток как через 1, так и через 4 дня культивирования in vitro . Недавно сообщалось о снижении пролиферации эндотелиальных клеток в присутствии стерилизованного паром альгината по сравнению с альгинатом, облученным гамма-излучением [36], однако никакого объяснения этому явлению предоставлено не было. Wehmeyer и соавторы [45] проанализировали пролиферацию человеческих MSC на ткани амниотической мембраны, обработанной scCO ₂ , и не обнаружили каких-либо цитотоксических эффектов при использовании PAA в качестве добавки для стерилизации scCO ₂ .На основании этих и наших результатов мы пришли к выводу, что стерилизация scCO ₂ при добавлении низких уровней PAA и других низкомолекулярных органических соединений не вызывает цитотоксических эффектов образцов тканей, материалов на основе коллагена и полисахаридов. Настоящее исследование ограничено исследованиями биосовместимости in vitro и . Очень важно изучить действие стерилизованных материалов scCO ₂ , а также in vivo . Рассел и соавторы проанализировали влияние стерилизованных гамма-излучением и обработанных scCO ₂ (PAA и H ₂ O ₂ в качестве добавок) кортикальных костных аллотрансплантатов на раннее воспаление и раннее формирование кости [23] и даже обнаружили увеличение количества новых образование кости вокруг аллотрансплантатов, обработанных scCO ₂ , по сравнению с обработанными гамма-излучением.Этот эффект может способствовать сохранению биологической активности тканеспецифических факторов роста и не ожидается при использовании стерилизованных синтетических биоматериалов scCO ₂ . Тем не менее, высокая биосовместимость каркасов, обработанных scCO ₂ in vitro, которая была продемонстрирована в этом исследовании, не является гарантией высокой биосовместимости in vivo. Кроме того, необходимо проверить уровень остаточных добавок в пористых структурах перед началом исследований vivo .

Заключение

Стерилизация с помощью scCO ₂ при добавлении 0,25% воды, 0,15% перекиси водорода и 0,5% уксусного ангидрида успешно инактивировала широкий спектр микроорганизмов, включая бактериальные эндоспоры, даже если они были заключены в гидрогель PCD и запечатаны в пакетах из тайвека. Механические свойства биоматериалов на основе полисахаридов и коллагена были менее подвержены влиянию scCO ₂ по сравнению с классическими методами стерилизации. Стерилизация scCO ₂ не повлияла на реологические параметры метилцеллюлозы, в то время как вязкость образцов, облученных гамма-излучением, резко снизилась.Поскольку in vitro цитотоксическое действие добавок не было обнаружено, стерилизация scCO ₂ с использованием предложенной процедуры является многообещающей альтернативой уже разработанным методам стерилизации. Дальнейшие исследования будут включать другие чувствительные биоматериалы, такие как хитозан и фиброин шелка, обработку каркасов, загруженных функциональными белками, которые чувствительны к стерилизации, и тесты на биосовместимость in vivo .

Благодарности

Ортруд Цишанг, Софи Брюггемайер и Кристин Фаулвассер признательны за отличную техническую помощь.Мы благодарим группу профессора М. Борнхойзера за предоставление чМСК из костного мозга.

Вклад авторов

Задумал и спроектировал эксперименты: AB MW TH MG. Проведены эксперименты: ТД БП МС КС. Проанализированы данные: АБ ТД БП МС КС. Предоставленные реагенты / материалы / инструменты анализа: MW MG. Написал статью: AB BP MS KS.

Ссылки

1. 1.
   Филип Э. Младший, Мурти Н.С., Боликал Д., Нараянан П., Кон Дж., Лавель Л. и др. Роль окиси этилена как реактивного агента во время стерилизации: влияние полимерной композиции и архитектуры устройства.J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2013; 101: 532–40. pmid: 23296710
2. 2.
   Ахмед М., Пуншон Г., Дарбишир А., Сейфалиан А.М. Влияние стерилизационных обработок на объемные и поверхностные свойства нанокомпозитных биоматериалов. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2013; 101: 1182–90. pmid: 24039066
3. 3.
   Мюррей К.А., Кеннеди Дж. Э., МакЭвой Б., Врейн О., Райан Д., Коуман Р. и др. Влияние гамма-излучения и облучения электронным пучком на механические, термические, структурные и физико-химические свойства термопластичных эластомеров на основе полиэфир-блок-амида.J Mech Behav Biomed Mater. 2013; 17: 252–68. pmid: 23131791
4. 4.
   Delgado LM, Pandit A, Zeugolis DI. Влияние методов стерилизации на стабильность и свойства изделий на основе коллагена. Эксперт Rev Med Devices. 2014; 11: 305–14. pmid: 24654928
5. 5.
   Диллоу А.К., Дехгани Ф., Хркач Дж. С., Фостер Н. Р., Лангер Р. Инактивация бактерий с помощью двуокиси углерода, близкой к критической и сверхкритической. Proc Natl Acad Sci U S. A. 1999; 96: 10344–8. pmid: 10468610
6. 6.
   Спилимберго С., Бертукко А.Нетермическая бактериальная инактивация плотным CO (2). Biotechnol Bioeng. 2003. 84: 627–38. pmid: 14595775
7. 7.
   Уайт А, Бернс Д., Кристенсен Т.В. Эффективная терминальная стерилизация с использованием сверхкритического диоксида углерода. J Biotechnol. 2006; 123: 504–15. pmid: 16497403
8. 8.
   Чжан Дж., Дэвис Т.А., Мэтьюз М.А., Дрюс М.Дж., Лаберж М., Ан Ю. Стерилизация углекислым газом под высоким давлением. Журнал сверхкритических жидкостей. 2006. 38: 354–372.
9. 9.
   Ватанабэ Т., Фурукава С., Хирата Дж., Кояма Т., Огихара Х., Ямасаки М.Инактивация спор Geobacillus stearothermophilus обработкой углекислым газом под высоким давлением. Appl Environ Microbiol. 2003; 69: 7124–9. pmid: 14660357
10. 10.
    Хеммер Дж. Д., Дрюс М. Дж., Лаберж М., Мэтьюз М. А.. Стерилизация спор бактерий с помощью сверхкритического диоксида углерода и перекиси водорода. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2007; 80: 511–8. pmid: 16838346
11. 11.
    EN 556–1 Beuth Verlag, Burggrafenstr. 6, 10787 Берлин, Германия.
12. 12.Чжан Дж., Берроуз С., Глисон С., Мэтьюз М.А., Дрюс М.Дж., Лаберж М. и др. Стерилизация спор Bacillus pumilus с использованием сверхкритического диоксида углерода. J Microbiol Methods. 2006; 66: 479–85. pmid: 16516991
13. 13.
    Шие Э., Пащинский А., Вай С.М., Ланг К., Кроуфорд Р.Л. Стерилизация спор Bacillus pumilus с использованием сверхкритического жидкого диоксида углерода, содержащего различные растворы модификаторов. J Microbiol Methods. 2009. 76: 247–52. pmid: 1

    35

14. 14.
    Checinska A, Fruth IA, Green TL, Crawford RL, Paszczynski AJ.Стерилизация биологических патогенов с использованием сверхкритического жидкого диоксида углерода, содержащего воду и перекись водорода. J Microbiol Methods. 2011; 87: 70–5. pmid: 21787810
15. 15.
    Донати И., Бенинкаса М., Фулк М.П., ​​Турко Дж., Топпаццини М., Солинас Д. и др. Окончательная стерилизация термореактивных материалов BisGMA-TEGDMA и их биоактивных поверхностей сверхкритическим CO ₂ . Биомакромолекулы. 2012; 13: 1152–60. pmid: 22452822
16. 16.
    Пак Х.С., Чой Х.Дж., Ким Мэриленд, Ким К.Х.Добавление этанола к сверхкритическому диоксиду углерода усиливает инактивацию бактериальных спор в биопленке Bacillus cereus. Int J Food Microbiol. 2013; 166: 207–12. pmid: 23973829
17. 17.
    Караджанаги С.С., Йоганатан Р., Маммукари Р., Парк Х., Кокс Дж., Зейтелс С.М. и др. Применение метода плотного газа для стерилизации мягких биоматериалов. Biotechnol Bioeng. 2011; 108: 1716–25. pmid: 21337339
18. 18.
    Цю QQ, Лими П., Бриттингем Дж., Померло Дж., Кабария Н., Коннор Дж.Инактивация бактериальных спор и вирусов в биологическом материале с использованием сверхкритического диоксида углерода со стерилизатором. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2009. 91: 572–8. pmid: 19582844
19. 19.
    Herdegen V., Felix A., Haseneder R., Repke J.-U., Leppchen-Fröhlich K., Prade I. et al. Стерилизация медицинских изделий из коллагена сверхкритическим CO ₂ . Chem. Англ. Technol. 2014
20. 20.
    Николс А., Бернс, округ Колумбия, Кристофер Р. Исследования по стерилизации ткани аллотрансплантата костной и сухожильной опорно-двигательного аппарата человека с использованием сверхкритического диоксида углерода.J. Ортопедия 2009; 6: e9.
21. 21.
    Рассел Н., Ривес А., Бертолло Н., Пеллетье М. Х., Уолш В. Р.. Влияние стерилизации на динамические механические свойства парной кортикальной кости кролика. J Biomech. 2013; 46: 1670–5. pmid: 23664240
22. 22.
    Рассел Н., Ривес А., Пеллетье М. Х., Ван Т., Уолш В. Р. Влияние сверхкритической стерилизации диоксидом углерода на анизотропию кортикальной кости крупного рогатого скота. Банк клеточных тканей. 2014
23. 23.
    Рассел Н., Оливер Р. А., Уолш В. Р..Влияние методов стерилизации на остеокондуктивность кости аллотрансплантата в модели двустороннего дефекта большеберцовой кости критического размера у кроликов. Биоматериалы. 2013; 34: 8185–94. pmid: 238

Принцип

, преимущества, недостатки • Microbe Online

Последнее обновление 21 июня 2021 г.

Из всех доступных методов стерилизации (уничтожение или удаление всех микроорганизмов, включая споры бактерий) влажное тепло в виде насыщенного пара под давлением — наиболее широко используемый и надежный метод.Влажное тепло проникает лучше, чем сухое тепло, и при данной температуре приводит к более быстрому сокращению количества живых организмов. Стерилизация паром нетоксична, недорога, обладает быстрым бактерицидным и спороцидным действием. Он быстро нагревается и проникает в ткани.

Стерилизация влажным теплом с использованием автоклава обычно используется для стерилизации биологически опасных отходов, жаропрочных и влагостойких материалов, таких как водные препараты (питательные среды). Этот метод также используется для стерилизации хирургических повязок и медицинских изделий.

Самый распространенный тип парового стерилизатора в микробиологической лаборатории — это стерилизатор с гравитационным вытеснением. Другой тип автоклава — вакуум / гравитационный.

Автоклав гравитационного вытеснения

Принцип стерилизации влажным теплом

Влажное тепло разрушает микроорганизмы за счет необратимой денатурации ферментов и структурных белков. Температура, при которой происходит денатурация, изменяется обратно пропорционально количеству присутствующей воды. Таким образом, стерилизация насыщенным паром требует точного контроля времени, температуры и давления.

Давление служит средством достижения высоких температур, необходимых для быстрого уничтожения микроорганизмов. Для обеспечения микробицидной активности необходимо обеспечить определенную температуру. Минимальное время стерилизации следует измерять с момента, когда все стерилизуемые материалы достигли необходимой температуры.

Рекомендуемая стерилизация в автоклаве составляет 15 минут при 121 ° C (200 кПа). Температуру следует использовать для контроля и наблюдения за процессом; давление в основном используется для получения необходимой температуры пара.

Альтернативные условия с различными комбинациями времени и температуры приведены ниже.

¹ 1 атм = 325 Па

В определенных случаях (например, термолабильные вещества) стерилизация может проводиться при температурах ниже 121 ° C, при условии, что выбранное сочетание времени и температуры было подтверждено.

Контроль процесса паровой стерилизации

Как и другие системы стерилизации, паровой цикл контролируется механическими, химическими и биологическими индикаторами. Паровые стерилизаторы обычно контролируются с помощью распечатки (или графически) путем измерения температуры, времени при температуре и давления.

Химические индикаторы прикреплены снаружи и встроены в упаковку для контроля температуры или времени и температуры. Индикаторные ленты для автоклавов имеются в продаже, и изменение цвета ленты предполагает правильную стерилизацию.

Датчики для контроля температуры следует вставлять в типовые контейнеры, а дополнительные датчики помещать в груз в потенциально самых холодных и наименее доступных частях загруженной камеры. Условия должны быть в пределах от ± 2 ° C до ± 10 кПа (± 0.1 атм) требуемых значений. Каждый цикл следует записывать на графике время-температура или другими подходящими способами.

Биологические индикаторы

Эффективность паровой стерилизации контролируется биологическим индикатором с использованием конверта, содержащего споры бактерии Geo bacillus stearothermophilus (ранее Bacillus stearothermophilus ; например, ATCC 7953 или DIP 52.81), для которых значение ATCC 7953 или CIP 52.81) (т.е. сокращение микробной популяции на 90%) равно 1.5-2,5 минут при 121 ° C, используя около 10 ⁶ спор на индикатор (это основано на худшем сценарии, когда предмет может содержать популяцию из 10 ⁶ спор, имеющих такую ​​же устойчивость, как у Bacillus stearothermophilus ). После завершения стерилизации полоску удаляют и инокулируют в триптон-соевый бульон и инкубируют при 56 ° C в течение 5 дней. Отсутствие роста бактерии Geo bacillus stearothermophilus указывает на правильную стерилизацию.

Таблица: список часто используемых биологических индикаторов (БИ)

909 относительно редкое событие, которое может быть связано с ошибкой оператора, недостаточной подачей пара или неисправностью оборудования.

Преимущества метода стерилизации паром

1. Нетоксичный для пациента, персонала, окружающей среды
2. Цикл easy для контроля и мониторинга
3. Rapid ly микробицидный
4. Наименее подвержен органическим / неорганическим почвам среди процессов стерилизации внесен в перечень
5. Быстрое время цикла
6. Проникает в медицинскую упаковку, просвет устройства

Недостатки метода стерилизации паром

1. Вредно для термочувствительных инструментов
2. Микрохирургические инструменты повреждены при многократном воздействии
3. Может оставлять инструменты влажные, вызывая ржавчину
4. Возможность ожога

Ссылки и дополнительная информация

1. CDC: Руководство по дезинфекции и стерилизации в медицинских учреждениях

Сопутствующие 9028 7

Стерилизация сухим жаром — gke — Контроль очистки и стерилизации

Сухой жар в основном используется для стерилизации инструментов, жаропрочного стекла и деталей инструментов.Передача тепла сухим теплом менее эффективна, чем безвоздушным насыщенным паром, потому что пар может переносить тепло быстрее, чем конденсация только воздуха. Кроме того, белки легче денатурировать во влажной среде, чем в сухой. Это причина того, почему при сухом нагреве необходимы более высокие температуры и более длительное время по сравнению с процессами паровой стерилизации. Стерилизация сухим жаром проводится в закрытой камере. Камеры большего размера работают с принудительной циркуляцией воздуха, например.грамм. вентилятор обеспечивает циркуляцию воздуха для создания постоянной температуры и более быстрого теплообмена. Согласно фармакопеям и рекомендациям ВОЗ температура должна быть от 150 до 250 ° C, время стерилизации от 30 до 180 минут. Из-за термочувствительности стерилизуемых товаров рекомендуются следующие параметры процесса:

• 3 часа, 150 ° C
• 2 часа, 160 ° C
• 30 минут, 180 ° C

Эти значения относятся только к фактической продолжительности стерилизации (время плато).Соответственно необходимо сложить время нагрева и охлаждения.

Эффективная температура и время стерилизации (значение F) должны быть рассчитаны, когда определенная бионагрузка известна во время процедуры валидации в соответствии с EN ISO 20857.

Для мониторинга процессов стерилизации сухим жаром должны быть используются, но их значения сопротивления не идеальны для мониторинга процессов стерилизации сухим жаром по двум причинам:

1. При стерилизации сухим жаром микробы B.6 (D _{160 ° C} = 2 мин) уничтожаются при 160 ° C / 30 мин самое позднее, поэтому мониторинг при 160 ° C / 2 ч становится невозможным.
2. Биологические и химические индикаторы нагреваются намного быстрее, чем другие товары для стерилизации из-за их небольшого веса. Рекомендуется контролировать процесс стерилизации с помощью термоэлектрических измерений и размещать датчики снаружи или, если возможно, в самые тяжелые стерилизуемые товары, чтобы должным образом контролировать процесс нагрева.

Инфекционный контроль сегодня — 05/2001: Стерилизация

Низкотемпературная стерилизация

Синтия Спрай, RN

Операционные залы все чаще вынуждены выполнять более тяжелую работу, переворачивать помещения с меньшим временем простоя, и снизить затраты с небольшим увеличением инвентаря инструментов или без него.В таких ситуациях первостепенное значение приобретает максимальное использование дорогостоящих, чувствительных к теплу и влажности медицинских и хирургических устройств, таких как камеры, оптоволоконные кабели и жесткие эндоскопы. Усовершенствованные системы стерилизации, которые обеспечивают более быструю доступность упакованных стерильных устройств и инструментов для повышения пропускной способности инвентаря, могут способствовать качественному уходу за пациентами и снизить нагрузку на менеджеров и персонал операционных. Одним из таких достижений является система низкотемпературной плазменной стерилизации газом перекисью водорода, которая обеспечивает окончательную стерилизацию сложных инструментов за 55 минут.

Низкотемпературная стерилизация и производительность

Многие современные сложные и хрупкие медицинские устройства выдерживают стерилизацию только в низкотемпературных средах с низким содержанием влаги. Артроскопы, лапароскопы, цистоскопы, другие жесткие эндоскопы и световые кабели — это примеры устройств с оптикой и электрическими соединениями, которые ограничивают тип процедур стерилизации, которые можно успешно использовать без повреждения устройства.

Обычно используемые процессы стерилизации имеют множество преимуществ и недостатков.Например, паровой автоклав, технология стерилизации которой существует 200 лет, представляет собой эффективный процесс стерилизации, но его высокая температура и влажность делают его непригодным для использования во многих современных устройствах. Точно так же стерилизация сухим жаром имеет технологические температуры, которые недопустимы для большинства устройств. В результате эти процессы стерилизации нельзя использовать с эндоскопами и аналогичными устройствами. Вместо этого должны использоваться низкотемпературные процессы с низким содержанием влаги, такие как стерилизация газом этиленоксидом (EO) или плазмой газа пероксида водорода.

Золотым стандартом для предметов, используемых в хирургии, является стерилизованный предмет в обернутой упаковке, готовый к использованию в любое время. В идеале производство этого окончательно стерилизованного и готового к употреблению изделия должно быть быстрым, безопасным и легким.

EO, технология стерилизации, которой уже более полувека, является примером низкотемпературного процесса с низким содержанием влаги, который обеспечивает окончательную стерилизацию и позволяет избежать острых краев, которые разрушаются паром. Однако EO выделяет ядовитые пары, которые требуют специальной вентиляции, и его концентрацию необходимо контролировать в рабочих зонах, чтобы предотвратить травмы персонала.Поскольку при этом остаются токсичные остатки, процесс требует обширной аэрации стерилизованных продуктов. Во время стерилизации ЭО каждый предмет должен быть выведен из эксплуатации примерно на 14 часов или более. В результате этого длительного процесса предметы, стерилизованные оксидом этилена, обычно используются только один раз в течение 24 часов. Это продолжительное время цикла ограничивает производительность хирургических инструментов.

Другие методы обычно используются для повышения производительности, когда процесс первичной стерилизации на предприятии требует много часов для обработки инструментов, как в случае с ЭО.Но эти дополнительные методы могут иметь заметные ограничения. Например, мгновенная стерилизация — это высокотемпературный процесс с высоким содержанием влаги, используемый для быстрой стерилизации инструментов в операционной. Однако его нельзя использовать для устройств, чувствительных к теплу и влаге, таких как большинство эндоскопов.

Некоторые учреждения, столкнувшиеся с небольшим запасом предметов, чувствительных к нагреву и влаге, будут использовать дезинфекцию высокого уровня для оптимизации использования инструментов и продвижения графика операционной. Дезинфекция высокого уровня совместима с эндоскопами и другими хрупкими инструментами.Процесс занимает менее часа и обычно используется для повышения производительности инструментов. Однако наиболее очевидным недостатком использования процесса дезинфекции высокого уровня является то, что он не обеспечивает стерилизации. Результат — нежелательный подход к уходу за пациентом. Например, инструмент, обработанный ЭО и проветриваемый в течение ночи, можно использовать как стерильный инструмент утром. После использования и для повышения производительности тот же самый инструмент можно затем подвергнуть высокоуровневой дезинфекции глутаральдегидом и впоследствии в тот же день использовать в качестве дезинфицированного нестерильного инструмента.

Другой технологией обработки инструментов, используемой для повышения производительности, является жидкая перуксусная кислота, которая стерилизует инструменты менее чем за час. Однако основным недостатком этой системы является то, что конечный продукт не упаковывается, не сушится и не может храниться. Стерилизация перуксусной кислотой предназначена только для стерилизации в месте использования и используется для обработки инструментов между процедурами в течение дня. Однако во многих случаях эти же инструменты стерилизуют в ЭО в течение ночи.Теоретически любой процесс стерилизации, достаточно продолжительный для снижения производительности, может подвергнуть предприятие риску работы в двойной системе, движущий фактор которой зависит от времени суток, а не от желаемой оптимальной практики. Лучшее решение — это процесс стерилизации, который является достаточно быстрым, чтобы повысить производительность без увеличения запасов.

Плазменная стерилизация газом перекисью водорода — это процесс низкотемпературной стерилизации с низким содержанием влаги, который является достаточно быстрым для обеспечения высокой производительности. Нет токсичных остатков; следовательно, аэрация не требуется.Основными побочными продуктами процесса являются водяной пар и кислород. Как следствие, время цикла обработки может быть относительно коротким. Несколько новых усовершенствований в технологии плазменной стерилизации газом перекисью водорода позволили сократить время цикла с 74 до 55 минут, что позволяет обрабатывать больше инструментов.

Плазма газообразной перекиси водорода используется во всем мире для окончательной стерилизации медицинского оборудования. Стерилизация происходит в среде с низким содержанием влаги при температуре ниже 50 ° C.Он подходит для стерилизации предметов, чувствительных к нагреванию и влаге, тонких инструментов и инструментов с острыми краями. Последние технологические достижения привели к созданию системы плазменной стерилизации газом перекисью водорода, которая имеет повышенную надежность и более короткий цикл. Система стерилизации STERRAD ^® 100S от Advanced Sterilization Products, Ирвин, Калифорния, представляет следующее поколение низкотемпературной плазменной стерилизации газом перекисью водорода. Независимые исследования продемонстрировали улучшенную переносимость нагрузки и более быстрое уничтожение в зонах ограниченного распространения по сравнению с газовыми плазменными стерилизаторами с перекисью водорода предыдущего поколения.Система обеспечивает окончательную стерилизацию за 55 минут, что меньше обычных 14 часов, необходимых для производства стерильных инструментов с использованием ЭО. Короткое время цикла также означает, что одно устройство может стерилизовать, а не просто дезинфицировать множество загрузок в день.

Процесс стерилизации в новой системе состоит из двух последовательных и равных фаз стерилизации. Процесс начинается, когда чистые, сухие предметы в пористой нецеллюлозной обертке, такие как нетканые полипропиленовые обертки CSR или пакеты Tyvek ^® , помещаются в стерилизационную камеру.После закрытия дверцы камеры воздух и остаточная влага откачиваются, создавая вакуум. Создается низкотемпературная воздушная плазма для удаления остаточной влаги из камеры. Затем в камеру вводят фильтрованный воздух, доводя его до атмосферного давления и завершая 20-минутную фазу предварительной сушки.

После повторного снижения давления в камере стерилизация начинается с автоматического впрыска в камеру водного раствора перекиси водорода из автономной кассеты.Перекись водорода испаряется в вакууме и диффундирует по всей камере, окружая предметы, подлежащие стерилизации, и инициируя инактивацию микроорганизмов, встречающихся в стерилизационной камере.

Затем применяется радиочастотная энергия (RF) для создания электрического поля, которое, в свою очередь, превращает перекись водорода в низкотемпературную газовую плазму. В этом физическом состоянии пары перекиси водорода распадаются на химически активные частицы, известные как свободные радикалы. Непрореагировавшие свободные радикалы в конечном итоге превращаются в нетоксичные побочные продукты, в первую очередь воду и кислород.Это действие завершает первую половину цикла стерилизации. Вторая половина представляет собой идентичную 17-минутную фазу стерилизации, которая включает в себя вторую инъекцию перекиси водорода. После второй фазы РЧ-энергия автоматически отключается, и в камеру вводится фильтрованный воздух. Стерилизованные предметы готовы к использованию, как только в камере будет достигнуто атмосферное давление (одна минута). Общее время цикла составляет 55 минут. Поскольку предметы упакованы и сухие, их можно сохранить для будущего использования.

Этот процесс стерилизации разработан для безопасного использования.Нет токсичных паров, побочных продуктов или остатков. Нет необходимости в аэрации и нет соответствующих правил безопасности от OSHA, как в случае с ЭО. Активный ингредиент, перекись водорода, содержится в герметичных кассетах — смешивание химикатов или соединение резервуаров не требуется. Когда кассета пуста, она автоматически выбрасывается в сборный ящик. Когда ящик для сбора заполнен, система предупреждает пользователя, чтобы он выбросил ящик для сбора. Нет никаких операций с открытыми кассетами. Как только камера загружена и нажата кнопка пуска, все происходит автоматически.После каждого цикла стерилизационная система генерирует распечатку, которая может служить частью постоянного отчета о производительности.

Система плазменной стерилизации газом перекисью водорода может безопасно и эффективно стерилизовать большинство хирургических инструментов, за исключением порошков, жидкостей, устройств с длинными и узкими просветами, полотна и других целлюлозных материалов.

Интеграция в существующую установку

Эта усовершенствованная система плазменной стерилизации газом перекисью водорода не требует подключения воды, и требуется только специальный источник питания 208В.Не образуются токсичные остатки или выбросы, не требуется аэрация и специальная вентиляция. Наконец, компактная площадь основания стерилизатора (менее 3 футов x 4 фута) упрощает установку, а встроенные колеса позволяют его перемещать.

По сравнению с другими процессами низкотемпературной стерилизации с низким содержанием влаги, короткое время цикла этой усовершенствованной системы перекиси водорода означает, что инструменты и устройства будут проводить меньше времени в стерилизаторе и больше времени в использовании. Следствием этого является повышение производительности и бесперебойный график операционной.Это приобретает все большее значение, поскольку больницы и хирургические центры все чаще берут на себя более тяжелую рабочую нагрузку, часто не имея бюджета, достаточного для увеличения инвентаря инструментов.

Кроме того, наличие окончательно стерилизованных, а не просто дезинфицированных готовых для пациента предметов, которые можно использовать немедленно или хранить для будущего использования, принесет большую пользу больницам и хирургическим центрам.

Заключение

Технологический прогресс в плазменной стерилизации газом перекисью водорода позволил создать системы, отвечающие мировой тенденции, требующей большей производительности от инвентаризации медицинского оборудования.В усовершенствованной системе плазменной стерилизации газом перекисью водорода используется двухфазный процесс низкотемпературной плазмы с низким содержанием влаги и перекисью водорода для производства обернутых стерильных предметов, включая жесткие хирургические эндоскопы.

Cynthia Spry, RN, международный клинический консультант по продвинутым стерилизационным продуктам.
Tyvek ^® является зарегистрированным товарным знаком DuPont
. Полный список ссылок можно найти на сайте www.infectioncontroltoday.com Чтобы просмотреть полный список ссылок, нажмите здесь

VHP LTS-V Low Temperature Sterilizer

Низкотемпературная система STERIS VHP ^® LTS-V — это захватывающий технологический прорыв, который позволяет производителям биопрепаратов стерилизовать предварительно заполненные шприцы и другие чувствительные к температуре парентеральные устройства на месте, избегая затрат времени и средств на услуги по стерилизации за пределами учреждения. / или уменьшение потребности в производственном пространстве класса 100.

Как работает STERIS VHP

^® LTS-V

STERIS VHP ^® LTS-V сочетает в себе запатентованную STERIS низкотемпературную стерилизацию и технологии вакуумной камеры для создания системы, способной стерилизовать самые разные предметы. Температура, влажность, давление, H ₂ 0 ₂ концентрация и время строго контролируются на протяжении каждой фазы цикла, чтобы обеспечить повторяемость с требуемой эффективностью стерилизации поверхностей.LTS-V имеет настраиваемые циклы, размеры камер, аксессуары и дополнительные функции для адаптации к вашим требовательным производственным условиям и процессам.

Почему STERIS VHP

^® LTS-V

• Целостность вашего продукта — Технология STERIS VHP ^® LTS-V — это низкотемпературный раствор для поверхностной стерилизации, который сохраняет целостность вашего продукта и снижает количество микробов на 6 логарифмов. LTS-V — это идеальная система для ваших лекарств, чувствительных к температуре, радиации и / или влажности.

• Поддержка тестирования и валидации — Системы полностью протестированы в ходе заводской аттестации в производственных условиях. STERIS поддерживает вас в процессе разработки утвержденного производственного цикла, от технико-экономического обоснования до поддержки валидации.

• Соответствие — Системы спроектированы, изготовлены, испытаны и задокументированы в соответствии с последними мировыми стандартами и практиками для обеспечения соответствия требованиям GMP, cGMP, GAMP 5 и 21 CFR Часть 11.

• Производительность — Надежная конструкция оборудования, система контроля и управления процессом обеспечивают повторяемый и проверяемый цикл низкотемпературной стерилизации для ваших чувствительных продуктов.

• Гибкость — Системы разработаны для различных / требовательных приложений с универсальностью цикла, чтобы приспособиться к различным типам нагрузки и полному диапазону погрузочного, перегрузочного и другого вспомогательного оборудования.

ISO 14937 Услуги по валидации процессов

Новая услуга, предлагаемая STERIS, заключается в том, чтобы иметь возможность обеспечить полную валидацию процесса и необходимые лабораторные услуги, связанные с технико-экономическим обоснованием до валидации в соответствии со стандартом ISO 14937 для фармацевтической и медицинской промышленности. Таким образом, STERIS может предоставить ценную помощь нашим клиентам в виде предложения услуг по экспертной проверке, что очень важно для соблюдения нормативных требований и внедрения процесса стерилизации VHP в процесс производства медицинских устройств или устройств для доставки лекарств.

Заявление GAMP

STERIS следует GAMP 5, подходу, основанному на оценке рисков, к компьютерным системам, соответствующим требованиям GxP.

GAMP 5 построен на основе системы управления рисками для разработки, поставки и обслуживания автоматизированных систем поставщиком. Соблюдение этой системы управления поставщиком обеспечивает как систему, так и достаточные документальные записи, позволяющие пользователю принять и проверить всю систему.GAMP предоставляет задокументированные свидетельства и высокую степень уверенности в том, что в результате конкретного процесса будет постоянно производиться продукт, отвечающий его заранее определенным спецификациям и атрибутам качества.

Устройство и все стандартные опции изготовлены в соответствии с рекомендациями GAMP 5. Специальные функции будут спроектированы и собраны в соответствии с GAMP 5, но оценка рисков GxP для функций, указанных Заказчиком, остается обязанностью определяющей стороны.

Программное обеспечение системы управления не содержит «мертвого» кода.«Мертвый» код определен в GAMP 5 «Подход на основе рисков к компьютерным системам, совместимым с GxP», февраль 2008 г., Приложение D4: Руководство по управлению, разработке и анализу программного обеспечения, п. 3.1.6; Удаление мертвого кода.

21 CFR Часть 11 Заявление

STERIS разрабатывает, документирует и обеспечивает соблюдение политик и процедур, которые обеспечивают безопасность электронных записей и подписей в соответствии с 21 CFR Part 11. Вместе с нашими клиентами STERIS поможет внедрить и обеспечить соблюдение совместимых с Частью 11 решений, включая проверку, контрольный журнал и безопасность наших компьютерных систем.

.