Нервная регуляция функции щитовидной железы Текст научной статьи по специальности «Фундаментальная медицина»
АКТУАЛЬНЫЕ ВОПРОСЫ ПАТОФИЗИОЛОГИИ
А.Э. Лычкова
Центральный научно-исследовательский институт гастроэнтерологии, Москва, Российская Федерация
Нервная регуляция функции щитовидной
железы
В обзоре рассмотрены вопросы вегетативной регуляции функции щитовидной железы. Активация центральных а-адренергических механизмов увеличивает высвобождение тиреотропного гормона гипофиза преимущественно за счет стимуляции его секреции. Дофамин угнетает секрецию этого гормона, воздействуя на D-рецепторы тиреотропоцитов. Ацетилхолин и другие холиномиметики угнетают функциональную активность тиреоцитов при участии мускариновых рецепторов. Наряду с симпатическим и парасимпатическим отделом особое внимание уделено роли серотонинергического отдела вегетативной нервной системы. Серотонин может блокировать секрецию тиреотропина гипофизом, однако оказывает прямое стимулирующее влияние на тиреоциты. Этот стимуляторный эффект серотонина опосредован 5-НТ2-рецепторами. При гипотиреозе угнетен синтез и метаболизм серотонина в мозге. Депрессия сопровождается угнетением активности фермента дейодиназы типа 2, что способствует снижению содержания серотонина при депрессии. Активация 5-НТ1-рецептора приводит к увеличению содержания внутриклеточного кальция, вызывая торможение активности промоутера кальцитонин-ген-ассоциированного пептида.
Ключевые слова: щитовидная железа, нервная регуляция.
49
Введение
Щитовидная железа (ЩЖ) — эндокринная железа позвоночных, депонирующая йод и вырабатывающая йодосодержащие гормоны (йодтиронины), участвующие в регуляции обмена веществ и росте отдельных клеток и организма в целом. Синтез тироксина (тетрайодтиро-нина, T4) и трийодтиронина (T3) происходит в эпителиальных фолликулярных клетках (тироцитах). Кальци-тонин, пептидный гормон, синтезируется парафолликулярными С-клетками и регулирует уровень кальция в сыворотке. Транскрипты гена кальцитонина кодируют также пептид, известный как кокальцигенин (кальцито-нин ген-ассоциированный пептид, CGRP).
Функция ЩЖ регулируется гипоталамо—гипофизарно-тиреоидной системой, в т.ч. тиреотропин-рилизинг гормоном (ТРГ), синтезируемым гипоталамусом, тире-отропным гормоном гипофиза (ТТГ). ТРГ стимулирует синтез и секрецию ТТГ независимо от наличия или отсутствия тиреоидных гормонов. Деструкция участка ги-
поталамуса, синтезирующего ТРГ, приводит к развитию гипотиреоза. В свою очередь, синтез ТРГ регулируется уровнем гормонов ЩЖ в крови, омывающей гипоталамус, по принципу отрицательной обратной связи. ЩЖ в основном секретирует Т4. Практически весь пул (80%) циркулирующего в крови Т3 образуется за счет процессов тканевого дейодирования Т4 в печени и почках. Именно избыточное содержание Т3 подавляет синтез и секрецию ТТГ. Двойственное влияние ТРГ и тиреоидных гормонов является основным механизмом управления концентрацией ТТГ в крови. ТТГ, в свою очередь, регулирует синтез тиреоидных гормонов, пролиферацию тироцитов, кровоснабжение железы, что в совокупности обеспечивает поддержание концентрации гормонов ЩЖ на необходимом для индивида уровне [1].
Особое место в регуляции функции ЩЖ занимают нейротрансмиттеры, среди которых ведущее значение придают катехоламинам, серотонину, ацетилхолину, гистамину и оксиду азота. Механизмы нейромедиаторной регуляции тиреоидной функции изучены недостаточно.
#
A.E. Lychkovа
Central Gastroenterology Research Institute, Moscow, Russian Federation
Nervous Regulation оf Thyroid Function
Review examines the autonomic regulation of thyroid function. Review examines the issues of autonomic regulation of the thyroid gland. Activation of the central а-adrenergic mechanisms increases the release of thyroid-stimulating hormone of pituitary mainly due to the stimulation of its secretion. Dopamine inhibits the secretion of this hormone, acting on D2-receptors tireotropotsitov. Acetylcholine and other cholinomimetics inhibit the functional activity of thyrocitebi with the participation of muscarinic receptors. Along the sympathetic and parasympathetic special attention paid to the role of the serotonergic division of vegetative system. Serotonin can inhibit the secretion of thyrotropin by the pituitary gland, but has a direct stimulatory effect on thyrocytes. This stimulatory effect is mediated by the serotonin 5-HT2 receptors. In hypothyroidism synthesis and metabolism of serotonin in the brain are slowed down. Depression is accompanied by inhibition of the enzyme activity deiodinase type 2, thereby reducing the concentration of serotonin. Activation of 5-HT1 receptor lead to increased levels of intracellular calcium, causing inhibition of the promoter of calcitonin gene-associated peptide.
Key words: thyroid gland, nervous regulation.
#
50
ВЕСТНИК РАМН /2013/ № 6
К основным источникам внутриорганного обеспечения ЩЖ нейромедиаторами относят тиреоидные фолликулы, тканевые базофилы, макрофаги стромального происхождения, периваскулярный и парафолликулярный симпатический нервный аппарат, приносящие артерио-лы, перифолликулярные гемокапилляры. Парафолликулярные клетки способны секретировать простагландины и характеризуются высоким содержанием серотонина в гранулах, которые одновременно содержат кальци-тонин. При дегрануляции в ответ на гиперкальциемию происходит одновременное выделение серотонина и кальцитонина. Следовательно, при преганглионарной стимуляции эти физиологически активные вещества могут одновременно выделяться в синаптическую щель, оказывая воздействие на специфические рецепторы.
Центральные и периферические отделы нервной и эндокринной системы, обеспечивающие ЩЖ регуляторными аминами, включают гипоталамо—гипофизар-ный комплекс, эпифиз, верхние шейные симпатические ганглии, энтерохромаффинные клетки, мозговое вещество надпочечников, параганглии.
В центральной нервной системе (ЦНС) тиреоидные гормоны влияют на экспрессию ряда нейрон-специфич-ных генов, контролируют синтез и метаболизм нейромедиаторов [2, 3]. Нейромедиаторы, в свою очередь, оказывают как прямое, так и опосредованное влияние на активность гипоталамо—гипофизарно—тиреоидной системы.
Вегетативная регуляция ЩЖ осуществляется при участии центральных ядер ЦНС. Визуализация нервных волокон с использованием вируса псевдобешенства (PRV) продемонстрировала существование мультсинаптических нейрональных путей, связывающих паравентрикулярное ядро (PVN) гипоталамуса с ЩЖ, вероятно, через симпатический и парасимпатический отдел вегетативной нервной системы [4].
ЩЖ имеет симпатическую и парасимпатическую иннервацию.
Симпатическая система
Ганглии ЩЖ и верхние шейные ганглии (SCG) вносят наибольший вклад в ее иннервацию, что показано с помощью флуоресцентного красителя True Blue [5]. ЩЖ также богата симпатическими нервными волокнами, но влияние прямых нервных импульсов на деятельность фолликулов существенно перекрывается гуморальными эффектами тиреотропина. Активация центральных а-адренергических механизмов увеличивает высвобождение ТТГ преимущественно за счет стимуляции его секреции [6].
Регуляторное воздействие симпатической системы на ЩЖ показано в экспериментальном исследовании, в котором электрическая стимуляция симпатического ствола вызвала появление норэпинефрина в вене ЩЖ и резкое снижение кровоснабжения ЩЖ у крыс. Как известно, интенсивность кровообращения в ЩЖ весьма высока: в пересчете на единицу веса ткани кровоток через ЩЖ значительно превышает таковой в миокарде, мозге и почках [7]. Это может свидетельствовать о том, что симпатическая система осуществляет не только прямую, но и опосредованную (путем модуляции кровоснабжения) регуляцию функции ЩЖ [8]. В частности, экзогенный норадреналин блокирует реакцию железы на ТТГ у мышей [9]. Функциональная роль симпатической иннервации ЩЖ следует из вызванного
односторонней симпатэктомией верхних шейных ганглиев уменьшения массы ЩЖ [10].
Дофамин может ингибировать секрецию тиреотро-пина гипофизом. Базальный уровень секреции тирео-тропина, равно как и уровень секреции, стимулируемый действием ТРГ, быстро уменьшаются под влиянием дофамина и его агониста бромокриптина. Тиреоидные гормоны в сочетании с адреналином и инсулином способны непосредственно повышать захват кальция клетками, увеличивать в них концентрацию цАМФ, а также интенсифицировать транспорт аминокислот и углеводов через клеточную мембрану.
В экспериментах in vitro доказано, что эпинефрин, норэпинефрин и дофамин стимулируют органификацию йода в ЩЖ и ингибируют ТТГ-зависимую секрецию тиреоидных гормонов; в отсутствие ТТГ описанный эффект исчезал. Дальнейшие исследования показали, что ингибирующее действие эпинефрина и норэпинефрина на секрецию Т4 и Т3 связано с активацией а-адренорецепторов тироцитов. Также установлено, что полное удаление из инкубационной среды ионов Ca2+ не изменяло действия норэпинефрина. Что касается ингибирующего влияния Т-допамина на секрецию тиреоидных гормонов, то эффект, по-видимому, опосредуется активацией дофаминовых рецепторов тироцитов [11].
Нейромедиаторы оказывают как прямое, так и опосредованное влияние на активность гипоталамо—гипофизарно—тиреоидной системы. Так, дофамин угнетает секрецию ТТГ, воздействуя на D2-рецепторы тиреотро-поцитов [2]. Стимуляция D2-рецепторов в стриатуме сопровождается снижением уровня ТРГ в этой структуре головного мозга [12]. Кроме того, указанный нейромедиатор повышает выброс соматостатина, угнетающего выделение ТТГ.
Влияние адренергической системы сказывается и на повышении активности 5-дейодиназы 2-го типа в ЦНС при стимуляции p-адренорецепторов [13]. Вследствие ингибирования 5-дейодиназы 2-го типа монодейодирование Т4 преимущественно осуществляется 5-дейо-диназой 3-го типа, в результате чего образуются большие по сравнению с нормой количества ядерного рецептора гТ3 у крысы. При этом гТ3 сам по себе является мощным ингибитором 5-дейодиназы 2-го типа [2].
Обратное влияние гормонов щитовидной железы на симпатическую систему выражается в стимуляции транскрипции и экспрессии p-адренорецепторов. ТТГ усиливает экспрессию а-адренорецепторов на самих тиро-цитах.
Парасимпатическая система
ЩЖ хорошо иннервирована холинергическими нервными волокнами. Действие холинергической системы на парафолликулярные клетки является тормозным. ЩЖ получает парасимпатическую иннервацию ветвями блуждающего нерва, берущими начало в стволе головного мозга, а именно верхним гортанным и, в меньшей степени, возвратным гортанным нервом [5, 7]. Щитовидный нерв проецируется на щитовидный ганглий, главным образом содержащий нейроны, экспрессирующие вазоактивный кишечный пептид (VIP) и нейропептид Y (NPY).
Парасимпатическая нервная система угнетает функциональную активность тиреоцитов, однако ее тормозное влияние значительно слабее эффектов тиреостимули-рующих аутоантител. Ацетилхолин и другие холиноми-метики (пилокарпин, эзерин) угнетают функциональ-
#
#
АКТУАЛЬНЫЕ ВОПРОСЫ ПАТОФИЗИОЛОГИИ
Ф
ную активность тиреоидной паренхимы in vitro даже в случае предварительной стимуляции ТТГ [5]. Ингибирующее действие ацетилхолина на секрецию Т4 устранялось атропином, что свидетельствует об участии мускариновых рецепторов в тиреотропном действии нейротрансмиттера.
В условиях целостного организма стимуляция парасимпатического отдела вегетативной нервной системы при патологии ЩЖ приводит к противоположным результатам. Установлено, что содержание ацетилхолина и ацетилхолинэстеразы в ЩЖ и крови изменяется при тиреопатиях. Регуляторное влияние парасимпатической системы на ЩЖ осуществляется модуляцией кровотока в ней и возрастает при экспериментальном тиреотоксикозе у крыс [14]. При зобной болезни значительно увеличивается активность ацетилхолинэстеразы в паренхиме железы, превышающая активность этого фермента при тиреотоксикозе. Иными словами, зобная болезнь характеризуется активацией холинергической системы, тогда как тиреотоксикозы сопровождаются снижением парасимпатического тонуса.
Таким образом, оба отдела вегетативной нервной системы (ВНС), симпатический и парасимпатический, оказывают выраженное влияние на функцию ЩЖ. Это воздействие является прямым, направленным непосредственно на тиреоциты, а также модулирует кровоснабжение железы.
Пептидергическая система
Помимо классических нейромедиаторов ВНС, таких как норадреналин и ацетилхолин, нейроны ЩЖ содержат ряд нейропептидов, включая NPY и VIP.
NPY и VIP являются мощными вазоактивными пептидами. В изолированном кровеносном сосуде кролика NPY вызывает сужение сосудов и усиливает норадрена-лин-индуцированную вазоконстрикцию. Аналогичным образом in vivo экзогенное введение NPY сужает кровеносные сосуды ЩЖ крысы и потенцирует сходное действие норадреналина [15], что служит свидетельством непрямой регуляции функции ЩЖ за счет модуляции ее кровотока.
О самостоятельной роли регуляторных пептидов свидетельствует независимость от блокады адренергического и холинергического влияния стимулируемого пептидами накопления цАМФ клетками ЩЖ человека. VIP индуцирует высвобождение тироксина (Т4) дольками ЩЖ человека. Экзогенно вводимый VIP увеличивает поглощение йода ЩЖ, приток крови и секрецию гормонов железы крысы [16].
Насколько значима роль NPY и VIP по сравнению с нервной регуляцией функции ЩЖ? В физиологических условиях норадреналин (но не NPY) оказался основным медиатором быстрого ответа кровеносных сосудов ЩЖ на раздражение симпатического нерва [8].
Блокада VIP-ергической сигнализации не влияла на функцию ЩЖ или кровоток железы крысы [17], т.е. роль нейропептидов в регуляции ЩЖ не следует преувеличивать. Во всяком случае, она, вероятно, меньше, чем у классических нейромедиаторов.
Существует возможность взаимодействия адрен-и холинергической системы с регуляторными пептидами. Анатомической основой этого взаимодействия с нейропептидами является колокализация с ними нейротрансмиттеров. Регуляторные пептиды содержатся и высвобождаются одними и теми же нейронами, содержащими
норадреналин и/или ацетилхолин. Например, NPY экспрессируется адренергическими нейронами; парасимпатические волокна щитовидного ганглия также содержат пептиды.
Серотонинергическая система и щитовидная железа в норме
Помимо адренергической и холинергической иннервации ЩЖ получает сигналы от разнообразных неадренергических нервных волокон центрального и периферического происхождения. Центральные волокна поступают от гипоталамуса и лимбических структур переднего и среднего мозга. Серотонинергические волокна, поступающие от ядер шва, участвуют в реакции нервной системы на воздействия стрессоров. Серотонин (5-НТ) играет важную роль в регуляции гипоталамо-гипофизарно-тиреоидной системы. Содержание серотонина в ЩЖ собаки составляет в среднем 0,03 мкг/г ткани, у кролика — 0,16 мкг/г, у крысы — 3,70 мкг/г [18]. Установлено, что с возрастом происходит снижение содержания серотонина в тканях мозга [19].
Тканевые базофилы ЩЖ не синтезируют серотонин, но путем захвата его из окружающих тканей регулируют уровень 5-НТ в микроокружении фолликулов, играя важную роль в гомеостазе органа. Скорость процессов накопления и выведения серотонина в интактной ЩЖ уравновешены и зависят от концентрации его в тканевых базофилах. В эксперименте установлена последовательность обмена серотонина в фолликулах ЩЖ. В первые 6 ч предшественник серотонина окситриптофан поглощается С-клетками и декарбоксилируется. Образовавшийся серотонин присоединяется к кальцитониновым гранулам и из С-клеток поступает в тироциты, которые переводят его в интрафолликулярный коллоид железы [20].
Парафолликулярные клетки расположены на наружной поверхности фолликулов, являются нейроэндокринными клетками, не поглощают йод и относятся к APUD-системе. Кроме того, парафолликулярные клетки могут располагаться в межфолликулярных прослойках соединительной ткани. В отличие от тироцитов парафолликулярные клетки совмещают образование норадреналина и серотонина путем декарбоксилирова-ния тирозина и 5-гидрокситриптофана, предшественников соответствующих нейроаминов, с биосинтезом белковых (олигопептидных) гормонов кальцитонина и соматостатина. Парафолликулярные клетки несколько крупнее фолликулярных, овальной или округлой формы, иногда отростчатые, содержащие большое ядро, митохондрии. Их цитоплазма заполнена белковыми секреторными гранулами, характеризующимися аргиро-филией или осмиофилией. В связи с обильным образованием белкового секрета в парафолликулярных клетках хорошо развиты гранулярная эндоплазматическая сеть и пластинчатый комплекс.
Серотонин может блокировать секрецию тиреотро-пина гипофизом. Введение антител к серотонину увеличивает базальный уровень тиреотропина и потенцирует ответную реакцию повышения уровня тиреотропина на холодовой стресс. Характер серотонинергической регуляции тиреоидной функции зависит от условий действия медиатора. В опытах на изолированных тироцитах показано, что присутствие серотонина в инкубационной среде оказывает, подобно ТТГ, прямое стимулирующее действие на тироциты. Участие серотонина в стимуляции синтеза и секреции тиреоидных гормонов было под-
#
51
ВЕСТНИК РАМН /2013/ № 6
тверждено in vivo в условиях ингибирования секреции ТТГ с одновременной провокацией выброса серотонина в строму железы из тканевых базофилов. Результаты исследования позволили заключить, что серотонин повышает чувствительность тироцитов к ТТГ [21].
В то же время при подкожном введении крысам серотонина происходило снижение йодпоглотительной способности ЩЖ. Также имеются работы, в которых не обнаружено влияния экзогенного серотонина и 5-ги-дрокситриптофана на тиреоидную функцию [22]. Серотонин контролирует функцию гипоталамо—гипофизарно— тиреоидной системы на уровне гипоталамуса, ингибируя синтез ТРГ [23]. Экспериментально показана совместная регуляция мелатонином и серотонином функции ЩЖ. Стимуляторный эффект серотонина и блокирующее действие мелатонина на захват йода фолликулярными клетками ЩЖ выключались блокаторами 5-НТ2-рецепторов метисергидом и ципрогептадином. Это указывает на участие данных рецепторов в реализации эффекта серотонина. Серотонин и мелатонин могут взаимно предотвращать действие друг друга.
Взаимодействие серотонинергической и адренергической системы отмечено при регенерации парафолликулярных клеток, вырабатывающих кальцитонин, который находится вместе с серотонином в специфических вну-52 триклеточных гранулах, причем клетки активируются также симпатической нервной системой. Представляется важным, что активация симпатической нервной системы и проходящих в симпатическом стволе серотони-нергических волокон оказывает регуляторное влияние на функцию парафолликулярных клеток, включающую увеличение интенсивности выработки кальцитонина и рост насыщения кальцием костной ткани. Об однонаправленном влиянии серотонинергической и адренергической системы свидетельствуют результаты стимуляции верхнего шейного симпатического ганглия, которая способствовала увеличению числа и размера эпителиальных К-клеток ЩЖ и повышению содержания серотонина в ЩЖ самцов кроликов. Двусторонняя симпатэктомия привела к снижению уровня серотонина и размеров K-клеток.
Взаимодействие серотонинергической системы с регуляторными пептидами. Морфологическим субстратом данного взаимодействия является совместная локализация серотонина с пептидами (например, соматостатином) как в ЦНС, так и на периферии, в т.ч. в ЩЖ. Так, в ядрах шва и терминалях аксонов соматостатин колокализован с серотонином (а также с субстанцией Р, кальцитонин-ген-ассоциированным пептидом и энкефалинами). На локальном уровне для апудоцитов характерно сосуществование соматостатина с серотонином (и мелатонином) и рядом пептидных гормонов (субстанцией Р, мотили-ном, энкефалинами). Получены данные о совместной локализации мелатонина, эндотелина и кальретинина в париетальных клетках желудка; мелатонина и гистамина — в тучных клетках; мелатонина, соматостатина и p-эндорфинов — в естественных киллерах; мелатонина и простагландина ПГТ2 — в ретикулоэпителиальных клетках тимуса [24]. Соматостатин колокализован с серотонином, мелатонином и кальцитонином в С-клетках ЩЖ. Следовательно, при преганглионарной стимуляции эти физиологически активные вещества могут одновременно выделяться в синаптическую щель, оказывая воздействие на специфические рецепторы.
Серотонинергическая система и щитовидная железа при развитии патологии
Серотонин является патофизиологическим фактором заболеваний ЩЖ. При гипотиреозе угнетен синтез и метаболизм серотонина в мозге крыс. В экспериментах на животных снижение содержания серотонина в синапсах [25] и возбудимости серотониновых рецепторов при гипотиреозе компенсируется увеличением плотности 5НТ1А-рецепторов. В свою очередь введение гормонов ЩЖ животным с моделью гипотиреоза повышает уровень серотонина в коре головного мозга и снижает чувствительность 5-НТ1А-ауторецепторов в ядрах шва, что интенсифицирует освобождение серотонина корой и гиппокампом [26]. Ускорение и, возможно, усиление терапевтического эффекта антидепрессантов при их сочетанном назначении с тиреоидными гормонами может быть связано с десенсибилизацией 5-НТ1А-ауторецепторов в нейронах ядра шва головного мозга [27]. Как известно, в головном мозге млекопитающих существует 2 популяции 5-НТ1А-рецепторов: 5-НТ1А-рецепторы, расположенные пресинаптически в нейронах ядра шва среднего мозга (ауторецепторы), и постсинаптические 5-НТ1А-рецепторы, преимущественно локализованные в нейронах коры и структур лимбической системы (гетерорецепторы). Активация 5-НТ1А-рецепторов сопровождается повышением проницаемости мембраны для калия, что приводит к гиперполяризации мембраны серотонинер-гических и пирамидных нейронов коры и гиппокампа [28]. 5-НТ1А-рецепторы играют важную роль в механизмах действия антидепрессантов. Терапевтический эффект большого числа антидепрессантов связан с активацией постсинаптических 5-НТ-рецепторов. В то же время повышенный уровень серотонина в экстрацеллюлярном пространстве по принципу обратной связи активирует ауторегуляторные 5-НТ1А-рецепторы, что приводит к снижению выброса серотонина из терминалей нейронов в коре и гиппокампе и ослабляет эффект антидепрессантов [29]. Таким образом, снижение чувствительности 5-НТ1А-ауторецепторов при введении Т3 может приводить к потенцированию эффекта антидепрессантов. Повышение плотности 5-НТ2-рецепторов, наблюдаемое в префронтальной коре при введении тиреоидных гормонов, также может играть роль в механизмах их антидепрессивного действия [30].
Серотонин при сочетанном поражении щитовидной железы и психики
Принято считать, что депрессия сопровождается блокированием активности фермента дейодиназы типа 2, что способствует снижению содержания серотонина при депрессии. Введение ингибиторов обратного захвата норадреналина и серотонина дезипрамина [31] и флуоксе-тина увеличивает активность D-2; в свою очередь флуок-сетин [32] снижает активность D-3. Серотонин блокирует активность тиреолиберина и тем самым уменьшает уровень секреции тиреотропина.
Серотониновая недостаточность. Гипотеза дефицита серотонина может объяснить низкий уровень тиреотро-пина при депрессии и то, почему пациенты с постоянно низким содержанием тиреотропина после очевидного восстановления после депрессии были подвержены ран-
#
#
АКТУАЛЬНЫЕ ВОПРОСЫ ПАТОФИЗИОЛОГИИ
Ф
ним рецидивам [33]. По мнению С. Kirkegaard и J. Faber, серотониновая недостаточность является патогенным фактором депрессии и хорошо объясняет нарушения гипоталамо—гипофизарно—тиреоидной системы при депрессии [34].
Кальцитонин
Семейство кальцитонина включает группу пептидных гормонов, структурно схожих с кальцитонином: кокальцигенин (кальцитонин ген-ассоциированный пептид, CGRP), амилин, адреномедуллин и адреноме-дуллин 2 (интермедин). Эти гормоны синтезируются различными тканями: кальцитонин — С-клетками ЩЖ C, кокальцигенин-а — в других, преимущественно нервных тканях, амилин — В-клетками островков поджелудочной железы; адреномедуллин — во многих тканях и типах клеток. После транскрипции в разных эндокри-ноцитах одних и тех же генов гормонов возможен альтернативный сплайсинг гетерогенной ядерной РНК с образованием различных мРНК, которые в дальнейшем приводят к трансляции неидентичных гормонов в различных тканях. Так, в С-клетках ЩЖ формируется преимущественно кальцитонин, а в ЦНС — кокальцигенин (CGRP), связанный с геном кальцитонина, причем в обоих случаях — на основе общего транскрипта препрокальцитонина. Кокальцигенин — убиквитарный пептид, синтезируемый многими нейроэндокриноцитами разной локализации. В бронхах он участвует в спазме гладких мышц, в ЦНС считается активатором симпатических центров гипоталамуса, подавляет пищевое поведение и повышает кровяное давление [35].
Помимо паракринных и эндокринных факторов, на образование мРНК гена кальцитонина влияет прямой контакт парафолликулярных клеток с другими рядом расположенными клетками [36].
Костная ткань, по-видимому, является общей мишенью пептидов семейства кальцитонина, хотя специфические эффекты пептидов в этой ткани варьируют. Кальцитонин вызывает быстрое снижение концентрации кальция в сыворотке крови, в основном за счет ингибирования резорбции костной ткани остеокластами. In vitro у некоторых животных амилин и кокальцигенин также эффективны в ингибировании активности остеокластов и резорбции костной ткани. Амилин, адреномедуллин и кокальцигенин, кроме того, способствуют пролиферации и стимулируют формирование костной ткани.
Рецепторы пептидов семейства кальцитонина образуются путем гетеродимеризации рецептора кальцитонина (CTR) или кальцитонин рецептор-подобных рецепторов (CLR) с изменением активности рецепторных протеинов (RAMP). Анализ экспрессии рецепторов кальцитонина семьи в 16 образцах человеческих остеобластов показал высокий уровень CLR и RAMP1, низкий уровень RAMP2 и отсутствие экспрессии RAMP3 и CTR. Исследование костной ткани животных, нокаутных по гену кальцито-нина, кокальцигенина-а или амилина, показало основную физиологическую роль амилина в ингибировании костной резорбции, кокальцигенина-а — в активации формирования костной ткани, а кальцитонина — в ингибировании образования кости, не затрагивающем резорбцию кости [37].
Кальцитонин снижает концентрацию кальция в плазме, уменьшая абсорбцию Са2+ в кишечнике, тормозя активность остеокластов в костях, ослабляя реабсорбцию Са2+ в канальцах почек. В остеокластах он ингибирует ферменты, разрушающие костную ткань, в клетках почечных канальцев кальцитонин вызывает повышенный клиренс и выделение Са2+, фосфатов, Mg2+, К+, Na+ и тем самым способствует снижению концентрации Са2+ в крови. Под влиянием кальцитонина активируется деятельность остеобластов. В силу этого тормозится резорбция костного минерала оксиапатита (фосфата кальция, соединенного с гидроксильными группами) и, наоборот, усиливается его отложение в органическом матриксе кости. Наряду с этим кальцитонин предохраняет от распада органическую основу костной ткани, коллаген, стимулируя его синтез. Особо значима регуляция кальцитонином транспорта кальция через клеточные мембраны. Транспорт кальция через мембраны осуществляется путем его пассивного притока и активного оттока. Кальцитонин снижает интенсивность активного транспорта кальция из клеток, переводя его в связанное состояние. Благодаря этому он осуществляет гормональный контроль кальциевой проницаемости клеточных мембран, содержания и внутриклеточного распределения кальция; в этих процессах кальцитонин взаимодействует с паратгормоном, являясь его антагонистом.
Серотонинергическая система регулирует активность кокальцигенина. Анатомическим субстратом этого взаимодействия является совместная локализация серотонина и кальцитонин ген-ассоциированного пептида как в ЦНС, так и на периферии. Так, в ядрах шва и их терминалях кальцитонин-ген-ассоциированный пептид колокализован с серотонином (а также с субстанцией Р и энкефалинами). В то же время кальцитонин колока-лизован с серотонином, мелатонином и соматостатином в С-клетках ЩЖ.
Место депонирования серотонина является видоспецифичным. У крыс серотонин накапливается тучными клетками. У овцы, лошади, козы, летучей мыши и некоторых приматов серотонин содержится в ЩЖ в парафолликулярных, но не в тучных клетках [38]. Активация 5-HT1Da- и 5-НТть-рецепторов человека блокирует выделение из периваскулярных волокон тройничного нерва кокальцигенина, субстанции Р, ней-рокинина А и VIP, предотвращая развитие нейрогенного воспаления и вазодилатацию, которые являются важнейшими факторами патогенеза головной боли при мигрени [39]. Активация 5-НТ1-рецептора приводит к увеличению содержания внутриклеточного Са, вызывая торможение активности промоутера кальцитонин-ген-ассоциированного пептида [40].
Регуляторное воздействие серотонина на функцию кокальцигенина обеспечивается их колокализацией в С-клетках, которая заложена еще в онтогенезе последних. С-клетки ЩЖ отличаются от фолликулярных клеток не только конечным продуктом секреции, но и происхождением. Парафолликулярные клетки относятся к клеткам APUD-системы, которые происходят из эктодермы нервного гребня. Клетки-предшественники, мигрируя из вагальной области нервного гребня (прилежащей 1-7-му сомитам), дают начало серотонинергическим клеткам кишечника и ЩЖ млекопитающих [41]. В кишечнике серотонинергические клетки — это нейроны, которые находятся в миентеральном сплетении; в ЩЖ они распо-
#
53
ВЕСТНИК РАМН /2013/ № 6
ложены в везикулах и приобретают статус эндокринных. В нейронах кишечника и парафолликулярных клеток ЩЖ имеется один и тот же тип серотонинсвязывающего протеина (SBP). Этот факт позволяет допустить, что парафолликулярные клетки имеют те же физиологические характеристики, что и нейроны кишечника. Они вырабатывают полипептидные гормоны, которые способны к активному накоплению предшественников моноаминов и их декарбоксилированию, что позволяет относить их к APUD-системе.
Увеличение концентрации внеклеточного Са1 2 3 4 5 6+ стимулирует парафолликулярные клетки к освобождению не только кальцитонина, но и серотонина. Высвободившись, серотонин стимулирует парафолликулярные клетки. Введение кальцитонина и серотонина овариэктомирован-ным крысам предотвращало развитие остеопороза [42]. В наших исследованиях на овариэктомированных крысах остеопороз развивался в течение полугода; последующее введение кальцийсодержащего препарата полностью восстановило структуру костной ткани и содержание в ней Са2+, Р3-, Mg2+ и фермента щелочной фосфатазы [43]. Парафолликулярные клетки экспрессируют и другой компонент серотонинергической системы — 5-НТ-рецепторы. Образуя комплексы с рецепторами, серотонин способен усиливать метаболизм фосфоино-54 зитидов и способствовать росту содержания кальция в парафолликулярных клетках. Это подтверждено в экспериментах с использованием агонистов и блокаторов серотониновых рецепторов в парафолликулярных клетках [44]. Таким образом, чувствительность этих клеток к содержанию Са2+ обеспечивает регуляцию гомеостаза кальция посредством секреции серотонина и гормонов. В парафолликулярных клетках имеется и серотониновый транспортер SERT Иными словами, регуляция серотонином активности парафолликулярных клеток опирается на серотонинергический фенотип этих клеток.
Морфологическое исследование щитовидной железы при различных функциональных состояниях
Проведено морфологическое исследование ткани ЩЖ кроликов позднестарческого возраста, у которых ранее было показано возрастное снижение активности парасимпатической системы [45, 46]. Железу окружа-
ет плотная капсула с соединительнотканными септами. В отдельных участках расположены сосуды артериального и венозного типа. Артерии сужены, с мощной стенкой, в просвете — эритроциты и свернувшаяся плазма. Коллоид сдержится в фолликулах, имеется незначительное число тиреоцитов. В перитиреоидной жировой ткани отмечаются явления отека и расширение сосудов. В мелких артериях — небольшое количество форменных элементов. В отдельных венозных сосудах наблюдается пристеночное стояние эритроцитов. Сосуды наполнены кровью. По-видимому, возрастными особенностями обусловлено увеличение содержания коллоида и уменьшение числа тиреоцитов в фолликулах. Возрастное увеличение содержания серотонина визуализируется прежде всего дилатацией и увеличением кровенаполнения сосудов ЩЖ и перитиреоидной области.
Морфологическое исследование ЩЖ в условиях двусторонней хирургической депарасимпатизации и введения серотонина было проведено на крысах. Отмечено небольшое количество коллоида в фолликулах и хорошо развитые фолликулярные эндокриноциты. Отмечается избыточное развитие перитиреоидной соединительной ткани. Показано, что серотонин, по-видимому, нормализует эндокринную функцию ЩЖ даже в условиях хронической депарасимпатизации. Кроме того, серотонин блокирует секрецию тиреотропина гипофизом, однако при гипо- и гипертиреозе содержание серотонина в мозге, соответственно, снижено или повышено с последующим увеличением или снижением плотности и чувствительности 5-НТ1-рецепторов.
Заключение
Таким образом, различные отделы ВНС регулируют функцию ЩЖ с участием разных механизмов. Симпатический отдел ВНС модулирует активность ЩЖ при активации а-адренорецепторов и D2-рецепторов, а также тормозя кровоснабжение органа. Парасимпатический отдел ВНС несколько угнетает функциональную активность ЩЖ за счет возбуждения мускариновых М-рецепторов. Серотонинергический отдел ВНС стимулирует синтез и секрецию тиреоидных гормонов путем активации 5-НТ2-рецепторов; при гипотиреозе участие этого отдела ВНС выражается в увеличении плотности 5-НТ1А-ауторецепторов.
#
ЛИТЕРАТУРА
1. Magner J.A. Thyroid-stimulating hormone: biosynthesis, cell biology and bioactivity. Endocr. Rev. 1990; 11 (2): 354-385.
2. Сапронов Н.С., Федотова Ю.О. Гормоны гипоталамо-гипофи-зарно-тиреоидной системы и мозг. С.Пб.: Лань. 2002. — 184 с.
3. Федотова Ю.О., Сапронов Н.С. Эффектв1 тиреоидных гормонов в центральной нервной системе. Основы нейроэндокринологии. Под ред. В.Г. Шаляпина, П.Д. Шабанова. С.Пб.: Элби-СПб. 2005. С. 204-249.
4. Klieverik L., Kalsbeek A., Fliers E. Autonomic innervation of the rhyroid gland and its functional implications. Hot Thyroidology. 2005; 1: 3-4.
5. Sundler F., Grunditz T., Hakanson R., Uddman R. Innervation of the thyroid. A study of the rat using retrograde tracing and immunohis-tochemistry. Acta Histochem. 1989; Suppl.-Band XXXVII: 191-198.
6. Munoz-Cruzado Poce M.J., Garcia Navas A.J., Moreno Gomez M.L. Prevalence of thyroid disorders in patients diagnosed with depression. Aten. Primaria. 2000; 26 (3): 176-179.
7. Дедов И.И., Балаболкин М.И., Марова Е.И. Болезни органов эндокринной системы. М.: Медицина. 2000. 568 с.
8. Michalkiewicz M., Dey M., Huffman L., Hedge G.A. The neuropeptides, VIP and NPY, that are present in the thyroid nerves are not released into the thyroid vein. Thyroid. 1998; 8 (11): 1071-1077.
9. Ahren B., Bengtsson H.I., Hedner P. Effects of norepinephrine on basal and thyrotropin-stimulated thyroid hormone secretion in the mouse. Endocrinology. 1986; 119 (3): 1058-1062.
10. Young J.B., Burgi-Saville M.E., Burgi U., Landsberg L. Sympathetic nervous system activity in rat thyroid: potential role in goitro-genesis. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2005; 288: 861-867.
11. Maayan M.L., Volpert E.M., Debons A.F. Neurotransmitter regulation of thyroid activity. Endocr. Res. 1987; 13 (2): 199-212.
12. Rack S.K., Makela E.H. Hypothyroidism and depression: a therapeutic challenge. Ann. Pharmacother. 2000; 34 (10): 1142-1145.
13. Gur E., Lifschytz T., Lerer B., Newman M.E. Effects of triiodothyronine and imipramine on basal 5-HT levels and 5-HT(1)
#
АКТУАЛЬНЫЕ ВОПРОСЫ ПАТОФИЗИОЛОГИИ
Ф
autoreceptor activity in rat cortex. Eur. J. Pharmacol. 2002; 457 (1): 37-43.
14. Dey M., Michalkiewicz M., Huffman L.J., Hedge G.A. Thyroidal vascular responsiveness to parasympathetic stimulation is increased in hyperthyroidism. Am. J. Physiol. 1993; 264 (3 Pt. 1): 398-402.
15. Dey M., Michalkiewicz M., Dey M., Hedge G.A. NPY is not a primary regulator of the acute thyroid blood flow respons to sympathetic nerve stimulation. Am. J. Physiol. 1993; 265: 24-30.
16. Pietrzyk Z., Michalkiewicz M., Huffman L.J., Hedge G.A. Vasoactive intestinal peptide enhances thyroidal iodide uptake during dietary iodine deficiency. Endocr. Res. 1992; 18 (3): 213-228.
17. Michalkiewicz M., Huffman L.J., Dey M., Hedge G.A. Immunization against vasoactive intestinal peptide does not affect thyroid hormone secretion or thyroid blood flow. Am. J. Physiol. 1994; 266: 905-913.
18. Consolo S., Garattini S., Ghielmetti R. Morselli P., Valzelli L. The hydroxylation of tryptophan in vivo by brain. Life Sci. 1965; 4: 625-630.
19. Reiter R.J. The pineal gland and melatonin in relation to aging: a summary of the theories and of the data. Exp. Gerontol. 1995; 30 (3-4): 199-212.
20. Виноградов С.Ю., Погорелов Ю.В. Нейромедиаторные биоамины щитовидной железы и структурно-функциональные аспекты ее гомеостаза. Архив анат. гистол. эмбриол. 1987; 1: 12-22.
21. Gershon M.D., Belshaw B.E., Nunez E.A. Biochemical, histo-chemical and ultrastructural studies of thyroid serotonin, parafollicular and follicular cells during development in the dog. Am. J. Anat. 2005; 132 (1): 5-19.
22. Brizzi G., Carella C., Foglia M.C., Frigino M. Thyroid hormone plasmatic levels in rats treated with serotonin in acute and chronic way. J. Physiol. Paris. 1997; 91 (6): 307-310.
23. Broedel O., Eravci M., Fuxius S., Smolarz T., Jeitner A., Grau H., Stoltenburg-Didinger G., Plueckhan H., Meinhold H., Baumgartner A. Effects of hyper- and hypothyroidism on thyroid hormone concentrations in regions of the rat brain. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2003; 285 (3): 470-480.
24. Райхлин Н.Т., Кветной И.М. Диффузная эндокринная система (АПУД-система). М.: Медицина. 1992.
25. Tejani-Butt S.M., Yang J., Kaviani A. Time course of altered thyroid states on 5-HT1A receptors and 5-НТ uptake sites in rat brain: An autoradiographic analysis. Neuroendocrinology. 1993; 57: 1011-1018.
26. Heal D.J., Smith S.L. The effects of acute and repeated administration of T3 to mice on 5-НТ1 and 5-НТ2 function in the brain and its influence on the actions of repeated eletroconvulsive shock. Neuropharmacol. 1998; 27: 1239-1248.
27. Haas M.J., Mreyoud A., Fishman M., Mooradian A.D. Microarray analysis of thyroid hormone-induced changes in mRNA expression in the adult rat brain .Neurosci. Lett. 2004; 365 (1):14—18.
28. Salvatore D., Low S.C., Berry M. Maia A.L., Harney J.W., Croteau W, St Germain D.L., Larsen P.R. Type 3 iodothyronine deiodinase: cloning, in vitro expression, and functional analysis of the placental selenoenzyme. J. Clin. Invest. 1995; 96: 2421-2430.
29. Crocker A.D., Overstreet D.H., Crocker J.M. Hypothyroidism leads to increased dopamine receptor sensitivity and concentration.
Pharmacol. Biochem. Behav. 1986; 24 (6): 1593-1597.
30. Larisch R., Kley K., Nikolaus S., Franz M., Hautzel H., Tress W.,
Muller H.W Depression and anxiety in different thyroid function states. Horm. Metab. Res. 2004; 36 (9): 650-653.
31. Campos-Barros A., Meinhold H., Stula M., Muller F., Kohler R.,
Eravci M., Putzien O., Baumgartner A. The influence of desipra-mine on thyroid hormone metabolism in rat brain. J. Pharmacol.
Exp. Therapeut. 1994; 268: 1143-1152.
32. Baumgartner A., Dubeyko M., Campos-Barros A., Eravci M., Mein-hold H. Subchronic administration on fluoxetine to rats affects triiodothyronine production and deiodination in regions of the cortex and in the limbic forebrain. Brain Res. 1994; 635: 68-74.
33. Hein M.D., Jackson I.M.D. Review: Thyroid Function in Psychiatric Illness. Gen. Hosp. Psychiatry. 1990; 12: 232-244.
34. Kirkegaard C. The thyrotropin response to thyrotropin-releasing hormone in endogenous depression. Psychoneuroendocrinol. 1981;
6: 189-212.
35. Гнилорыбов М. Нейропептиды и нейрогенные механизмы артритов. Укр. ревмат. журн. 2004; 2: 8-16.
36. Zabel M., Dietel M., Gebarowska E., Michael R. Effect of follicular cells on calcitonin gene expression in thyroid parafollicular cells in cell culture. Histochem J. 1999; 31 (3): 175-180.
37. Naot D., Cornish J. The role of peptides and receptors of the calcitonin family in the regulation of bone metabolism. Bone. 2008; 55
43 (5): 813-818.
38. Falck B., Owman C. 5-hydroxytryptamine and related amines in endocrine cell systems. Adv. Pharmacol. 1968; 6 (Pt. A): 211-231.
39. Moskowitz M.A. Neurogenic versus vascular mechanism of sumatriptan and ergot alkaloids in migraine. Trends Pharmacol. Sci. 1992;
13: 307-311.
40. Durham P., Russo A. Stimulation of the calcitonin gene-related peptide enhancer by mitogen-activated protein kinases and repression by an antimigraine drug in trigeminal ganglia neurons. J .Neu-rosci. 2003; 23 (3): 807-815.
41. Russo A.F., Clark M.S., Durham P.L. Thyroid parafollicular cells.
An accessible model for the study of serotonergic neurons. Mol.
Neurobiol. 1996; 13 (3): 257-276.
42. Yoshimura M., Furue H., Ito A. Anti-nociceptive effect of calcitonin on chronic pain associated with osteoporosis. Clin. Calcium.
2001; 11 (9): 1153-1157.
43. Лычкова А.Э., Петраков А.В., Хомерики С.Г К вопросу о моделировании остеопороза. Вестник РАМН. 2010; 4: 31-33.
44. Tamir H., Hsiung S.C., Yu P.Y., Liu K.P., Adlersberg M.,
Nunez E.A., Gershon M.D. Serotonergic signalling between thyroid cells: protein kinase C and 5-HT2 receptors in the secretion and action of serotonin. Synapse. 1992; 12 (2): 155-168.
45. Лычкова А.Э. Серотонинергическая нервная система: градиенты нервных влияний в норме и патологии. Эксп. клин. гастроэнтерол. 2003; 6: 114-120.
46. Лычкова А.Э. Механизмы синергизма отделов вегетативной нервной системы. Усп. физиол. наук. 2006; 37 (1): 50-67.
#
КОНТАКТНАЯ ИНФОРМАЦИЯ
Лычкова Алла Эдуардовна, доктор медицинских наук, заведующая лабораторией клинической физиологии ЦНИИ гастроэнтерологии Департамента здравоохранения г. Москвы Адрес: 129343, Москва, шоссе Энтузиастов, д. 86; тел.: (499) 180-41-12; e-mail: [email protected]
#
Как оценивать функциональное состояние щитовидной железы и что делать в ситуации, когда тесты оказываются неадекватными? | Мельниченко
Введение
Заболевания щитовидной железы (ЩЖ) широко распространены в популяции, зачастую их основные симптомы напоминают другие заболевания, и основным методом верификации нарушений функции железы является лабораторное определение уровня тиреотропного (ТТГ) и тиреоидных гормонов (Т4 и Т3). Уровень ТТГ является наиболее чувствительным маркером функции ЩЖ и в комплексе с другими клинико-лабораторными показателями определяет дальнейшую тактику ведения пациента.
Зачастую оценка тестов функционального состояния щитовидной железы не вызывает трудностей, но для правильной интерпретации результатов исследования необходимо помнить следующее.
- Регуляция работы гипоталамо-гипофизарно-тиреоидной оси осуществляется по принципу логарифмической отрицательной обратной связи. Клетками гипоталамуса синтезируется в воротную систему гипофиза тиреотропин-рилизинг-гормон (ТРГ). ТРГ стимулирует выработку в клетках гипофиза ТТГ. С другой стороны, секреция ТТГ находится под жестким тормозным контролем со стороны уровня Т3 и Т4 в крови. Снижение уровня Т3 и Т4 (даже в пределах нормальных колебаний) повышает синтез ТТГ, и наоборот, повышение уровня Т3 и Т4 быстро снижает концентрацию ТТГ. Кроме того, Т3 и Т4 снижают реакцию ТТГ на ТРГ. ТТГ оказывает прямое влияние на все этапы биосинтеза Т4 и Т3, стимулирует поглощение щитовидной железой йода из крови, повышает активность тиреоидной пероксидазы и усиливает синтез тиреоглобулина [1].
- Биосинтез тиреоидных гормонов – сложный многоэтапный процесс, контролируемый различными ферментными системами. Йод играет главную роль в биосинтезе тиреоидных гормонов. В виде неорганического аниона он всасывается из желудочно-кишечного тракта в кровь, с помощью натрий-йодистого симпортера захватывается клетками щитовидной железы, где в окислительно-восстановительной реакции, катализируемой тиреоидной пероксидазой, синтезируется молекула монойодтирозина. Затем к монойодтирозину прикрепляется второй атом йода. Получается молекула с двумя атомами йода, которая называется дийодтирозин. При конденсации двух молекул дийодтирозина образуется Т4. Т3 образуется в результате объединения молекул моно- и дийодтирозина. Йодтирозины и тиронины аккумулируются в щитовидной железе в составе тиреоглобулина, который служит основой для синтеза гормонов Т3 и Т4 [1].
Интерпретация результатов исследований
Заболевания щитовидной железы, связанные с нарушением ее функции, заключаются в ее гиперфункции (гипертиреоз), недостаточности функции (гипотиреоз), которые в свою очередь разделяются по степени тяжести на субклинический и манифестный.
- При гормональном исследовании субклиническому первичному гипотиреозу соответствует высокое содержание ТТГ при нормальном Т4, манифестному первичному гипотиреозу – гиперсекреция ТТГ и сниженная концентрация Т4 [2].
- При манифестном гипертиреозе концентрация ТТГ должна быть низкой, содержание в сыворотке св.Т4 и св.Т3 повышено.
- Когда отмечается снижение концентрации ТТГ без одновременного повышения концентрации тиреоидных гормонов в крови, данное состояние расценивается как субклинический гипертиреоз.
Однако зачастую можно столкнуться с тем, что при получении результатов анализа на ТТГ и Т4/Т3 возникают трудности с интерпретацией показателей: результаты лабораторных исследований не соответствуют клинической картине и/или нормальному функционированию гипофизарно-тиреоидной оси.
Например, в небольшой, но значимой группе наблюдений могут определяться следующие результаты: незначительно повышенный ТТГ и повышенный Т4 или же сниженный ТТГ и сниженный Т4, особенно при отсутствии явных клинических проявлений.
Почему возникают такие ситуации и что необходимо исключить для постановки правильного диагноза?
Время забора крови для оценки ТТГ в обычной практике не имеет значения – но при необходимости оценить более точно факт супрессии при соответствующей терапии рака щитовидной железы, или при оценке показаний к приему тироксина у беременных, или же при волнении больных о разночтении в полученных в разное время суток данных надо вспомнить, что у ТТГ (но не у Т4) существует циркадианный ритм. Из-за небольшой величины самого ТТГ этот ритм малозаметен, и как при его повышении более 10 мЕд/мл, так и при супрессии до цифр ниже 0,1 несущественен.
В норме продукция ТТГ характеризуется циркадианным ритмом, при этом снижение концентрации ТТГ в течение дня достигает 58%. Величина индивидуальной вариабельности концентрации ТТГ на протяжении 4–6 нед у лиц без нарушений функции ЩЖ не превышает 43%. Поэтому интерпретация значений концентрации ТТГ требует учета времени забора крови, при этом в дневные часы как в норме, так и при гипотиреозе (включая пациентов, уже получающих заместительную терапию) происходит физиологическое снижение содержания ТТГ на 20–60% от исходного [3].
Факторы, влияющие на результаты исследований
При получении результатов анализов, не вписывающихся ни в физиологию гипоталамо-гипофизарно-тиреоидной оси, ни в клиническую картину, всегда необходимо исключить погрешности при взятии крови и лабораторные интерференции.
На результаты анализов может влиять:
- определение “общей”, а не “свободной” фракции гормонов (тироксинсвязывающий глобулин, альбумин, транстиретин и их высокие концентрации могут приводить к повышению содержания общей фракции Т3 и Т4) [4];
- циркулирующие антитела к Т4 и Т3, которые могут связывать метки [5, 6];
- гетерофильные антитела, используемые в анализе [7];
- использование фракционированного и нефракционированного гепарина (происходит повышение св.Т3/Т4 за счет вытеснения их из связи с транспортными белками) [8];
- феномен макротиреотропинемии (циркуляция макроизоформ ТТГ, при которой определяется значительно повышенный ТТГ без повышения Т4 и клинических проявлений) [9].
Использование метода двухступенчатого анализа (обратной титрации) с этапом промывки до добавления метки позволяет уменьшить, но не полностью устранить описанные выше интерференции [7]. В такой ситуации необходимо повторно определить ТТГ и Т4 в лаборатории, где используются более точные методы (например, метод равновесного диализа). В связи с этим взаимодействие со специалистами лаборатории зачастую имеет ключевое значение для понимания ситуации, при которой могут возникнуть неадекватные результаты тестов функционального состояния щитовидной железы [10].
Данные анамнеза играют большую роль в постановке диагноза, поэтому еще до проведения лабораторного исследования у пациента необходимо узнать обо всех лекарственных препаратах, которые он принимает. Например, эстрогены, оральные контрацептивы увеличивают содержание тироксинсвязывающего глобулина, за счет чего повышается содержание общих фракций Т4 и Т3 [4].
У пациентов, принимающих амиодарон, снижается активность дейодиназы 1 и иненсивность конверсии Т4 в Т3, отмечается повышение концентрации св.Т4 при нормальном содержании ТТГ, а концентрация св.Т3 остается в норме [11].
Пропилтиоурацил, глюкокортикоиды, пропранолол и йодсодержащие препараты и контрастные вещества могут снижать конверсию Т4 в Т3 через механизм, подобный амиодарону [10]. Результаты анализов с нормальным или повышенным содержанием Т4 при повышенном содержании ТТГ у находящегося на заместительной терапии левотироксином натрия пациента говорят о низкой комплаентности в отношении данной терапии (кратковременный и нерегулярный прием препаратов тиреоидных гормонов может привести к данной ситуации, так как концентрация тиреоидных гормонов сильно варьируется) [12]. Более того, взятие крови после принятия левотироксина натрия приведет к пробе на абсорбцию препарата, но никак не позволит судить о его концентрации в крови на протяжении большей части времени.
Было показано, что прием достаточно больших доз витамина В7 (или биотина) искажает результаты многих лабораторных тестов, в том числе и тестов функционального состояния щитовидной железы [13]. То есть у пациента необходимо узнать не только о принимаемых лекарственных препаратах, но и о витаминах и биодобавках.
Синдром эутиреоидной патологии, при котором отмечается сниженная концентрация Т3 и различные колебания значений концентрации св.Т4 и ТТГ в зависимости от фазы болезни, является одной из причин, при которой в отделении реанимации (за исключением случаев подозрения на изменение функции щитовидной железы) нет необходимости лабораторного исследования тиреоидных гормонов. При различных острых или хронических нетиреоидных заболеваниях могут определяться аномальные показатели функции щитовидной железы. К таким патологическим состояниям относятся голодание, белково-энергетическая недостаточность, тяжелые травмы, инфаркт миокарда, хроническая почечная недостаточность, диабетический кетоацидоз, нервная анорексия, цирроз печени, ожоговая болезнь и сепсис. Концентрация Т4 снижается по мере утяжеления заболевания, содержание реверсивного Т3 в сыворотке повышается (в клинической практике нет необходимости исследования данного показателя, его определение проводится в научных целях). При этом клинически больные находятся в эутиреоидном состоянии, и концентрация ТТГ у них не повышается вплоть до начала выздоровления, когда она может ненадолго возрастать [14]. Однако стоит помнить, что клиника гипотиреоза бывает неспецифична и маскируется под другие (часто нервно-психические) заболевания и даже у здоровых людей в 15% случаев есть минимум три симптома гипотиреоза [15].
Тиреотропинома и резистентность к тиреоидным гормонам
Таким образом, после повторного подтверждения незначительно повышенного содержания ТТГ и высокой концентрации Т4 в другой лаборатории, исключения приема способных оказать воздействие на результат исследований препаратов и тяжелой соматической патологии (за исключением жалоб на учащение пульса) требуется проводить дальнейшую дифференциальную диагностику между следующими состояниями: ТТГ-секретирующей аденомой гипофиза и резистентностью к тиреоидным гормонам.
При подозрении на данные заболевания важным является определение дальнейших манипуляций для установки диагноза в связи с тем, что клинически данные заболевания схожи, а лечение существенно различается.
Очевидно, что при подозрении на опухоль гипофиза первый шаг – это проведение МРТ или КТ головного мозга. Однако в последнее время увеличивается выявление микроаденом гипофиза – инциденталом, которые необходимо дифференцировать с гормонально активными опухолями гипофиза [16, 17]. У лиц с длительно некомпенсированным гипотиреозом могут образовываться гиперплазии тиреотрофов, имитирующие аденомы [18].
В связи с этим тестами первого ряда являются тесты с тиреолиберином и октреотидом.
При стимуляции тиреотропин-рилизинг-гормоном (концентрацию ТТГ в сыворотке крови измеряют за 15 и 30 мин до внутривенного введения ТРГ в дозе 200–500 мкг и спустя 15 и 30 мин после внутривенного введения ТРГ) у пациентов с тиреотропиномой отмечается сниженный или отсутствующий ответ секреции ТТГ (прирост концентрации менее 150%) после теста [17].
У пациентов с резистентностью к тиреоидным гормонам ответная реакция на стимуляцию ТРГ остается сохранной или повышается [19]. Это связано с тем, что у лиц с опухолью гипофиза секреция ТТГ остается автономной даже после введения ТРГ. В нашей стране в последние 20 лет данный тест не используется, поскольку для других целей препарат тиролиберина оказался ненужным, хотя много использовался в прошлом (например, при диагностике эутиреоидной болезни Грейвса или синдромов гиперпролактинемии) [20, 21].
При тесте с октреотидом (введение 100 мкг) концентрация ТТГ, св.Т4/Т3 снижается при обоих заболеваниях, но при длительном приеме пролонгированного аналога соматостатина содержание тиреоидных гормонов сохраняется стабильно сниженным при тиреотропиноме [22].
С целью оценки выраженности тиреотоксикоза можно оценить маркеры периферических эффектов тиреоидных гормонов. А именно С-концевой телопептид коллагена первого типа и секс-стероид-связывающий глобулин (СССГ). Также содержание СССГ и альфа-субъединицы гликопротеиновых гипофизарных гормонов (альфа-SU) будет повышено при тиреотропиноме [16, 23, 24]. Однако такое повышение нуждается в интерпретации в связи с тем, что концентрация альфа-SU может быть повышена у женщин в менопаузе, а на содержание СССГ может влиять терапия синтетическими эстрогенами.
Зачастую синдром резистентности к тиреоидным гормонам является диагнозом исключения. Для его окончательного подтверждения необходимо проведение молекулярно-генетического исследования.
Распространенность этого синдрома составляет 1:40 000–1:50 000 новорожденных, и он встречается с одинаковой частотой у лиц обоего пола [25, 26].
Идентифицированы два гена, кодирующих рецепторы щитовидной железы, – TRα и TRβ, которые расположены на 17-й и 3-й хромосомах. Рецепторы имеют три основные изоформы: TRα1 (преимущественная экспрессия: ЦНС, миокард, скелетные мышцы), TRβ1 (печень, почки) и TRβ2 (гипофиз и гипоталамус). При резистентности к тиреоидным гормонам наиболее часто выявляются гетерозиготные мутации TRβ. Всего к настоящему времени выявлено более 120 различных мутаций в гене TRHB [27].
Клинические проявления этого синдрома зависят от локализации и степени активности мутации. Зачастую больные находятся в эутиреоидном состоянии или отмечают тахикардию в покое. При выявлении данного заболевания у детей обращает на себя внимание нарушение внимания, гиперактивность, возможна задержка физического развития. К тому же тиреотропинома у детей встречается казуистически редко.
Лечение тиреотропиномы заключается в трансназальной аденомэктомии, медикаментозное лечение – в назначении аналогов соматостатина [28]. При данной терапии содержание тиреоидных гормонов нормализуется более чем у 90%. Также в 40% случаев происходит регресс опухоли. Пациентам, получающим данную терапию, необходимо проходить динамическое обследование с целью выявления побочных эффектов (холелитиаз, гипергликемия) [29]. При противопоказаниях или неэффективности хирургического и медикаментозного методов лечения используется радиотерапия или радиохирургия.
Лечение синдрома резистентности к тиреоидным гормонам заключается в симптоматическом лечении, зачастую назначении блокаторов бета-адренорецепторов (для купирования тахикардии). Радикальное лечение при данном заболевании (хирургическое или радиойодтерапия) недопустимо. Казавшееся перспективным использование препарата TRIAС (трийодтироуксусная кислота) для нормализации содержания ТТГ и тиреоидных гормонов не дало очевидно хороших результатов, и в нашей стране препарат не зарегистрирован [30].
Существуют другие редкие состояния, обусловливающее неадекватные тесты функционального состояния щитовидной железы (нормальная концентрация ТТГ при низкой концентрации св.Т4 и высокой концентрации св.Т3). Это ассоциированный с Х-хромосомой дефект гена МСТ8. Клинически данное заболевание проявляется с раннего детства задержкой психомоторного развития, нарушением речи, глотания. Описано более 100 семей с этим синдромом [10].
Нарушение процессов дейодинации, обусловленное снижением синтеза дейодиназ, является редким заболеванием (описано только 8 семей). Клинически отмечается задержка умственного развития, нарушение моторики, мышечная слабость. При гормональном обследовании выявляют высокую концентрацию св.Т4, низкую концентрацию Т3 при нормальном или слегка повышенном содержании ТТГ [31, 32].
Заключение
Исходя из вышеизложенного, можно сказать, что тесты функциональной оценки щитовидной железы не всегда просты для трактовки, однако в таких случаях необходимо тщательное дообследование больного и проведение дифференциальной диагностики для определения тактики дальнейшего ведения.
Дополнительная информация
Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящих рекомендаций, о которых необходимо сообщить.
1. donlab.ru [интернет]. Лабораторная диагностика заболеваний щитовидной железы [доступ от 20.07.2018]. Доступно по: http://donlab.ru/upload/Лабораторная_диагностика_заболеваний_щитовидной_железы.pdf. [Donlab.ru [Internet]. Laboratory Diagnosis of Thyroid Disease [cited 2018 Jul 20]. Available from: http://donlab.ru/upload/Лабораторная_диагностика_заболеваний_щитовидной_железы.pdf. (In Russ.)]
2. Мельниченко Г.А. Гипотиреоз. // Русский медицинский журнал. – 1999. – Т. 7. – №7. – С. 302-308. [Mel’nichenko GA. Gipotireoz. Russian Medical Journal. 1999;7(7):302-308. (In Russ.)]
3. Свиридонова М.А., Фадеев В.В. Значение вариабельности уровня ТТГ в клинической практике. // Клиническая и экспериментальная тиреоидология. – 2008. – Т. 4. – №4. – С. 16-24. [Sviridonova MA, Fadeyev VV. Clinical significace of thyrotropin variability. Clinical and experimental thyroidology. 2008;4(4):16-24. (In Russ.)] doi: 10.14341/ket20084416-24.
4. Bartalena L, Robbins J. Variations in thyroid hormone transport proteins and their clinical implications. Thyroid. 1992;2(3):237-245. doi: 10.1089/thy.1992.2.237.
5. Wood DF, Zalin AM, Ratcliffe WA, Sheppard MC. Elevation of free thyroxine measurements in patients without thyrotoxicosis. Q J Med. 1987;65(1):863-870. doi: 10.1093/oxfordjournals.qjmed.a068156.
6. Zouwail SA, O’Toole AM, Clark PM, Begley JP. Influence of thyroid hormone autoantibodies on 7 thyroid hormone assays. Clin Chem. 2008;54(5):927-928. doi: 10.1373/clinchem.2007.099770.
7. Despres N, Grant AM. Antibody interference in thyroid assays: a potential for clinical misinformation. Clin Chem. 1998;44(3): 440-454.
8. Stevenson HP, Archbold GP, Johnston P, et al. Misleading serum free thyroxine results during low molecular weight heparin treatment. Clin Chem. 1998;44(5):1002-1007.
9. Sakai H, Fukuda G, Suzuki N, et al. Falsely elevated Thyroid-Stimulating Hormone (TSH) level due to Macro-TSH. Endocrine J. 2009;56(3):435-440. doi: 10.1507/endocrj.K08E-361.
10. Gurnell M, Halsall DJ, Chatterjee VK. What should be done when thyroid function tests do not make sense? Clin Endocrinol (Oxf). 2011;74(6):673-678. doi: 10.1111/j.1365-2265.2011.04023.x.
11. Cohen-Lehman J, Dahl P, Danzi S, Klein I. Effects of amiodarone therapy on thyroid function. Nat Rev Endocrinol. 2010;6(1):34-41. doi: 10.1038/nrendo.2009.225.
12. Morris JC. How do you approach the problem of TSH elevation in a patient on high-dose thyroid hormone replacement? Clin Endocrinol. 2009;70(5):671-673. doi: 10.1111/j.1365-2265.2009.03536.x.
13. Li D, Radulescu A, Shrestha RT, et al. Association of biotin ingestion with performance of hormone and nonhormone assays in healthy adults. JAMA. 2017;318(12):1150-1160. doi: 10.1001/jama.2017.13705.
14. Msdmanuals.com [Internet]. Hershman JM. Euthyroid Sick Syndrome [cited 2018 Jul 20]. Available from: https://www.msdmanuals.com/professional/endocrine-and-metabolic-disorders/thyroid-disorders/euthyroid-sick-syndrome.
15. Фадеев В.В., Мельниченко Г.А. Гипотиреоз: руководство для врачей. – М.: РКИ Соверо-пресс; 2002. [Fadeev VV, Mel’nichenko GA. Gipotireoz: rukovodstvo dlya vrachey. Moscow: RKI Sovero-press, 2002. (In Russ.)]
16. Socin H, Chanson P, Delemer B, et al. The changing spectrum of TSH-secreting pituitary adenomas: diagnosis and management in 43 patients. Eur J Endocrinol. 2003;148(4):433-442. doi: 10.1530/eje.0.1480433.
17. Beck-Peccoz P, Persani L, Mannavola D, Campi I. Pituitary tumours: TSH-secreting adenomas. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 2009;23(5):597-606. doi: 10.1016/j.beem.2009.05.006.
18. Gurnell M, Rajanayagam O, Barbar I, et al. Reversible pituitary enlargement in the syndrome of resistance to thyroid hormone. Thyroid. 1998;8(8):679-682. doi: 10.1089/thy.1998.8.679.
19. Gurnell M, Visser T, Beck-Peccoz P. Resistance to thyroid hormone. In: Jameson JL, De Groot LJ, editors. Endocrinology. 7th ed. Philadelphia: Saunders Elsevier; 2015. p. 1648-1665.
20. efis.ru [интернет]. Бровкина А.Ф., Толстухина (Павлова) Т.Л., Александрова Г.Ф. Эутиреоидная болезнь Грейвса: новый взгляд [доступ от 20.07.2018]. Доступно по: https://www.efis.ru/articles/eutireoidnaya-bolezn-greyvsa-novyy-vzglyad. [Efis.ru [Internet]. Brovkina AF, Tolstukhina (Pavlova) TL, Aleksandrova GF. Graves’ Euthyroid Disease: A New Look [cited 2018 Jul 20]. Available from: https://www.efis.ru/articles/eutireoidnaya-bolezn-greyvsa-novyy-vzglyad. (In Russ.)]
21. Дедов И.И., Мельниченко Г.А., Романцова Т.И. Синдром гиперпролактинемии. – М.; 2004. [Dedov II, Mel’nichenko GA, Romantsova TI. Sindrom giperprolaktinemii. Moscow; 2004. (In Russ.)]
22. Mannavola D, Persani L, Vannucchi G, et al. Different responses to chronic somatostatin analogues in patients with central hyperthyroidism. Clin Endocrinol (Oxf). 2005;62(2):176-181. doi: 10.1111/j.1365-2265.2004.02192.x.
23. Beck-Peccoz P, Persani L, Faglia G. Glycoprotein hormone α-subunit in pituitary adenomas. Trends Endocrinol Metab. 1992;3(2):41-45. doi: 10.1016/1043-2760(92)90041-x.
24. Петрик Г.Г., Космачева Е.Д., Полякова Ю.И. Тиреотропинома: поздний диагноз и эффективность терапии. // Проблемы эндокринологии. – 2017. – Т. 63. – №1. – С. 39-45. [Petrik GG, Kosmacheva ED, Polyakova YI, et al. TSH-secreting pituitary adenoma: late diagnosis and effectiveness of therapy. Problems of endocrinology. 2017;63(1):39-45. (In Russ.)] doi: 10.14341/probl201763139-45.
25. Refetoff S. Resistance to thyroid hormone with and without receptor gene mutations. Ann Endocrinol (Paris). 2003;64(1):23-25.
26. Takeda K, Hashimoto K. Resistance to thyroid hormone. Nihon Rinsho. 1994;52(4):922-928.
27. Hgmd.cf.ac.uk [Internet]. The Human Gene Mutation Database [cited 2018 Jul 20]. Available from: http://www.hgmd.cf.ac.uk/ac/index.php.
28. Пржиялковская Е.Г., Газизова Д.О., Григорьев А.Ю., и др. Тиреотропинома: трудности дифференциальной диагностики (клинический случай). // Клиническая и экспериментальная тиреоидология. – 2011. – Т. 7. – №2. – С. 68-73. [Przhiyalkovskaya EG, Gazizova DO, Grigor’ev AY, et al. Thyrotropin-producing adenoma: diagnostic challenges (Сase report). Clinical and experimental thyroidology. 2011;7(2):68-73. (In Russ.)] doi: 10.14341/ket20117268-73.
29. Фадеев В.В. По материалам клинических рекомендаций Европейской тиреоидной ассоциации по диагностике и лечению ТТГ-продуцирующих опухолей гипофиза. // Клиническая и экспериментальная тиреоидология. – 2016. – Т. 12. – №4. – С. 39-45. [Fadeev VV. Review of European Thyroid Association guidelines for the diagnosis and treatment of thyrotropin-secreting pituitary tumours. Clinical and experimental thyroidology. 2016;12(4):39-45. (In Russ.)] doi: 10.14341/ket2016439-45.
30. Калдымова В.А., Кияев А.В., Тюльпаков А.Н. Синдром резистентности к тиреоидным гормонам. // Клиническая и экспериментальная тиреоидология. – 2013. – Т. 9. – №1. – С. 51-53. [Kaldymova VA, Kiyaev AV, Tyulpakov AN. Syndromes of resistance to thyroid hormone. Clinical and experimental thyroidology. 2013;9(1):51-53. (In Russ.)]
31. doi: 10.14341/ket20139151-53.
32. Dumitrescu AM, Liao XH, Abdullah MS, et al. Mutations in SECISBP2 result in abnormal thyroid hormone metabolism. Nat Genet. 2005;37(11):1247-1252. doi: 10.1038/ng1654.
33. Schoenmakers E, Agostini M, Mitchell C, et al. Mutations in the selenocysteine insertion sequence-binding protein 2 gene lead to a multisystem selenoprotein deficiency disorder in humans. J Clin Invest. 2010;120(12):4220-4235. doi: 10.1172/JCI43653.
Гормоны щитовидной железы
- Т3 общий
- Т4 общий
- Т3 свободный
- Т4 свободный
- ТТГ (тиреотропный)
- Антитела к тиреоглобулину(АТ-ТГ)
- Антитела к тиреопероксидазе (АТ-ТПО)
Щитовидная железа и ее гормоны совместно с нервной и иммунной системами принимает участие в регуляции работы всех органов человека (сердца, головного мозга, почек и т.д.). В отличии от большинства гормонов, которые действуют только на определенные клетки отдельных органов (например, для эстрадиола это половые органы), гормоны щитовидной железы необходимы для нормальной работы всем тканям и всем органам без исключения. Приникая внутрь клетки, гормон направляется в ядро, где связываясь с определенными участками на хромосомах, активирует комплекс реакций, отвечающих за процессы окисления и восстановления. Гормоны щитовидной железы являются основными регуляторами расхода энергии в организме, и поддержание их концентрации на необходимом уровне крайне важно для нормальной деятельности всех органов и систем. Для синтеза гормонов щитовидной железы необходимы два обязательных компонента — йод и аминокислота тирозин. Без йода синтез гормонов полностью прекращается, поэтому крайне важно обеспечить получение достаточного количества йода с пищей. Тирозин также поступает в организм с пищей, он – основа не только гормонов щитовидной железы, но и адреналина, меланина, дофамина.
Т3 и Т4. Основные два гормона, которые вырабатывает щитовидная железа – трийодтиронин и тетрайодтиронин (тироксин). В состав трийодтиронина входят 3 молекулы йода, а в состав тироксина — 4 молекулы. Сокращённо эти гормоны называют, соответственно, Т3 и Т4. В клетках и тканях нашего организма Т4 постепенно превращается в Т3, который является главным биологически активным гормоном, непосредственно влияющим на обмен веществ. Тем не менее, тироксин (Т4) составляет около 90 % от общего количества гормонов, выделяемых щитовидной железой.
Свободный Т3 и Т4. Гормоны щитовидной железы перед попаданием в кровь должны быть связаны с транспортными белками-глобулинами (для того чтоб не «вымываться» почками), но для попадания внутрь клетки и в ткани они должны освободиться от этого «транспорта». Т.о. в крови Т3 и Т4 встречаются либо в свободном, либо в связанном виде. Уровень свободных гормонов составляет менее 0,1% от общего их количества, но именно свободная фракция гормонов является наиболее биологически активной, и именно они обеспечивают все эффекты гормонов щитовидной железы.
Анализ уровня основных гормонов Т3, Т4 и их свободных вариантов — первый и самый главный шаг в определении качества работы щитовидной железы при любых подозрениях на её заболевание.
Тиреотропный гормон (ТТГ) – основной регулятор функции щитовидной железы. Вырабатывается гипофизом – небольшой железой, расположенной на нижней поверхности головного мозга. ТТГ управляет выработкой гормонов щитовидной железы (тироксина и трийодтиронина), которые, в свою очередь, регулируют процессы образования энергии в организме. Механизм обратной связи, позволяет поддерживать стабильный уровень этих гормонов — когда их содержание в крови понижается, гипоталамус определяет этот факт и даёт сигнал гипофизу на синтез ТТГ. Повышение концентрации ТТГ, в свою очередь, стимулирует выработку тиреоидных гормонов щитовидной железой. Обратный процесс происходит аналогично.Дисфункция гипофиза может вызывать неуправляемое повышение или понижение уровня тиреотропного гормона, провоцируя тем самым, щитовидную железу на выработку тироксина и трийодтиронина в аномальных количествах. Повышение их концентрации становится причиной гипертиреоза, а снижение, соответственно, гипотиреоза. Заболевания гипоталамуса — регулятора секреции ТТГ гипофизом, также могут стать причиной сбоев в этой системе. Кроме того, заболевания щитовидной железы, сопровождающиеся нарушением выработкии тиреоидных гормонов, могут опосредованно (по механизму обратной связи) влиять на синтез тиреотропного гормона, вызывая понижение или повышение его концентрации.
Антитела к тиреоглобулину (АТ-ТГ) и к тиреопероксидазе (АТ-ТПО) Вообще, антитела — это белки, синтезируемые клетками иммунной системы. Их основная функция — выявление и уничтожение чужеродных объектов (бактерий, вирусов, и т.п). Однако случается, что в результате сбоя, организм начинает вырабатывать антитела против собственных здоровых тканей. В щитовидной железе, чаще всего, объектами для выработки антител становятся фермент тиреопероксидаза (ТПО) и основа для синтеза гормонов — тиреоглобулин (ТГ).
Тиреоглобулин — это заготовка для гормонов щитовидной железы, из него клетки щитовидной железы «делают» гормоны Т3 и Т4. Вначале клетки вырабатывают тиреоглобулин (создавая т.о. запасы йода), который «складируется на будущее» в специальных емкостях — фолликулах. Потом, по мере необходимости, из тиреоглобулина синтезируются Т3 и Т4.
Тиреоидная пероксидаза – фермент щитовидной железы участвующий в образовании активной формы йода и, таким образом, играющий ключевую роль в выработке гормонов щитовидной железы.
Повреждающее действие антител может приводить к нарушению нормальной продукции гормонов щитовидной железы и негативно влиять на регуляцию её функции, что в итоге вызывает хронические патологии, связанные с гипо- или гипертиреозом. Тем не менее, важно подчеркнуть, что антитела к ТПО и ТГ не являются ключевым звеном в патогенезе аутоиммунных заболеваний щитовидной железы и начинают вырабатываться уже в ответ на её повреждение. Поэтому попытки снижения уровня антител лишены какого-либо практического смысла.
Тесты АТ-ТГ и АТ-ТПО используются для подтверждения или исключения аутоиммунной природы того или иного заболевания щитовидной железы (увеличения щитовидной железы без нарушения её функции, первичного гипо- или гипертиреоза, офтальмопатии и др.), так как это позволяет назначить наиболее эффективную терапию. Тесты также назначаются детям, рождённым от матерей с патологией эндокринных органов, для определения групп риска по развитию заболеваний щитовидной железы. Количественный анализ сыворотки крови на АТ-ТПО – наиболее чувствительный метод диагностики аутоиммунных заболеваний щитовидной железы. Анализ АТ-ТГ ценен при дифференциальной диагностике.
Цены на исследования можно узнать в разделе «Прейскурант» клинической лаборатории. Кровь на исследования принимается ежедневно (кроме воскресенья) с 7 до 11 часов. Строго натощак.
Прочтите так же о Гормонах надпочечников и Половых гормонах
Страница статьи : Клиническая лабораторная диагностика
Кузнецова И.Ю. Патогенетические аспекты взаимосвязи функционального состояния щитовидной железы и соматической патологии у жителей Севера в условиях природного йоддефицита: Автореферат дис. … канд. мед. наук. Новосибирск; 2004.
Горенко И.Н., Киприянова К.Е., Типисова Е.В. Тиреоидные гормоны и уровень антител у здоровых жителей Архангельской области. Экология человека. 2018; 9: 36-41.
Аленикова А.Э., Типисова Е.В. Анализ изменений гормонального профиля мужчин г. Архангельска в зависимости от факторов погоды. Вестник Северного (Арктического) федерального университета. Серия: Медико-биологические науки. 2014; 3: 5-15
Дёмин Д.Б. Эффекты тиреоидных гормонов в развитии нервной системы (обзор). Журнал медико-биологических исследований. 2018; 6 (2): 115-27.
Лютфалиева Г.Т., Добродеева Л.К. Аутоантитела: физиологическое значение в регуляции гомеостаза. Экология человека. 2007; 8: 38-42.
Топалян С.П., Лесникова С.В., Фадеев В.В. Послеродовые аутоиммунные тиреопатии. Клиническая и экспериментальная тиреоидология. 2006; 2 (4): 31-7.
Иванова Г.П., Горобец Л.Н. Современные представления об особенностях клинико-психопатологических и иммунноэндокринных взаимодействий при аутоиммунном тиреоидите. Часть 1. Социальная и клиническая психиатрия. 2010; 20 (4): 117-24.
Андреева А.В., Сучкова Е.Н., Гаджиева С.И., Мкртумян А.М., Гришина Т.И., Сучков С.В. и др. Популяция антитиреоидных аутоантител как источник антител различных уровней специфичности и функциональности: клиническая значимость феномена комбинаторики при мониторинге пациентов с аутоиммунными заболеваниями щитовидной железы. Клиническая и экспериментальная тиреоидология. 2011; 7 (2): 19-27.
Кандрор В.И. Механизмы развития болезни Грейвса и действия тиреоидных гормонов. Клиническая и экспериментальная тиреоидология. 2008; 4 (1): 26-34.
Агапов М.М., Артамонова И.Н., Ахметгареева А.Р., Баранов Д.З., Каминова О.М., Кононова Ю.А. и др. 125 лет после «физиологического воспаления» по И. И. Мечникову и наши 15 лет изучения парадоксов антитироидного аутоиммунитета. Клиническая патофизиология. 2016; 22 (4): 53-72.
Рымар О.Д., Мустафина С.В., Рагино Ю.И., Щербакова Л.В. Уровни антител к тиреоидной пероксидазе в зависимости от пола и возраста в подборке мужчин и женщин 25-69 лет Новосибирска (эпидемиологическое исследование). Бюллетень Сибирского отделения Российской академии медицинских наук. 2009; 29 (3): 70-5.
Татарчук Т.Ф., Чернышов В.П., Исламова А.О. Половые стероидные гормоны и иммунная система. В кн: Татарчук Т.Ф., Сольский Я.П. Эндокринная гинекология (клинические очерки). Часть 1. Киев: Заповит; 2003: 181-99.
Muzzio D., Zygmunt M., F. Jense F. The role of pregnancy-associated hormones in the development and function of regulatory B cells. Frontiers in Endocrinology. Cellular Endocrinology. April 2014; 5: Article 39. Available at: https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fendo.2014.00039 (Accessed 10 July 2019).
Khan D., Ansar Ahmed S. The immune system is a natural target for estrogen action: opposing effects of estrogen in two prototypical autoimmune diseases. Frontiers in Immunology. January 2016; 6: Article 635. Available at: https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fimmu.2015.00635 (Accessed 10 July 2019).
Лютфалиева Г.Т., Чуркина Т.С. Роль аутоантител в адаптивных механизмах регуляции функциональной активности тиреоидных гормонов и тиреотропного гормона гипофиза у жителей севера. Экология человека. 2010; 10: 33-6.
Репина В.П. Влияние различных концентраций катехоламинов на функционирование иммунокомпетентных клеток. Экология человека. 2008; 2: 30-3.
Ставинская О.А., Репина В.П. Взаимосвязь процессов апоптоза, пролиферации лимфоцитов и уровней гормонов у практически здоровых мужчин. Экология человека. 2009; 7: 47-50.
Попова Е.В., Тиньков А.А., Никоноров А.А., Попова Ю.В., Караулов А.В. Влияние пролактина на иммунитет при стрессе. Иммунопатология, аллергология, инфектология. 2016; 1: 14-9.
Ильинских Н.Н., Ильинских Е.Н., Янковская А.Е. Цитогенетические последствия возрастания содержания дофамина в крови вахтовых рабочих нефтепромыслов севера Сибири. Современные проблемы науки и образования. 2015; 5: 65.
Melander A., Westgren U., Ericson L.E., Sundler F. Influence of the Sympathetic Nervous System on the Secretion and Metabolism of Thyroid Hormone. Endocrinology. 1977; 101 (4): 1228-37.
Tipisova E.V., Gorenko I.N., Popkova V.A., Elfimova A.E., Potutkin D.S., Andronov S.V. et al. The Relationship between blood thyroid hormone and dopamine levels in residents of the Arctic Regions of Russia. International Journal of Biomedicine. 2019; 9 (1): 43-7.
| Не-эндокрин. железы | Гастроэнтеропанкреатическая эндокринная система: Желудок: гастрин · грелин · 12-перстная: CCK · GIP · секретин · мотилин · Вазоактивный интестинальный пептид (VIP) · Подвздошная кишка: энтероглюкагон · Печень/другое: Инсулиноподобный фактор роста (IGF-1, IGF-2) Жировая ткань: лептин · адипонектин · резистин Скелет: Остеокальцин Почки: JGA (ренин) · перитубулярные клетки (EPO) · кальцитриол · простагландин Сердце: натрийуретический пептид (ANP, BNP) |
|---|
Регуляция функций эндокринных желез
Работай эндокринные железы сами по себе, без высшего управления, они бы вскоре начали сбоить, как могут разладиться часы в доме без надзора человека, который их каждый день заводит и сверяет время. Поэтому мы говорим, что работа желез регулируется гипоталамо-гипофизарной системой, которая являет пример сложной нейрогуморальной регуляции. В системе этой гипоталамус — маленький, но чрезвычайно важный отдел мозга — контролирует выделение гормонов гипофиза и таким образом выступает главным связующим звеном между двумя системами: нервной и эндокринной. Гипоталамус, продуцируя несколько групп гормонов и нейропептидов, управляет также терморегуляцией и половым поведением. Если вам ночью не спится и одновременно страшно тянет к холодильнику, — это тоже действие гипоталамуса, который регулирует голод и жажду, а также время сна и бодрствования (так называемые циркадные ритмы).
Два вида регуляции имеют существенные различия. Нервная регуляция — быстрая, кратковременная, локальная, более молодая в эволюционном отношении. Гуморальная регуляция — медленная (кроме действия адреналина, который «фонтаном» вбрасывается в кровь при стрессе), длительная, обширная, более древняя. Она могла появиться у колониальных организмов без нервной системы, напррмер, у вольвокса, так как у них внутри имеется тканевая жидкость (не кровь), связующая клетки. Рассмотрим эти регуляции более подробно.
Нервная регуляция
Как мы уже поняли, главное действующее лицо здесь — гипоталамус. Он содержит нейросекреторные клетки — специфические нервные клетки, которые в возбужденном состоянии продуцируют гормоны, а также шлют нервные импульсы. Как именно идет этот процесс?
1. Гипоталамус «мониторит» состав крови, выявляет уровень содержания в ней гормонов, отмечает изменения их концентрации.
2. После этого он начинает «руководить» — посылает приказы гипофизу в виде гормонов, нервных импульсов.
3. Гипоталамус выделят рилизинг-гормоны в переднюю долю гипофиза — в аденогипофиз. К этой группе гормонов относятся так называемые освободители (либерины) и ограничители (статины) — они либо активизируют, либо тормозят производство тропных гормонов гипофиза.
4. В заднюю долю гипофиза (нейрогипофиз) гипоталамус отсылает пару незаменимых гормонов — вазопрессин с окситоцином. Первый, называемый также антидиуретическим, значительно сужает сосуды почек, поэтому мочи образуется меньше. При этом возрастает обратное всасывание почками воды и повышается давление. Окситоцин производит стимуляцию гладких мышцх матки (его искусственно вводят при недостаточной родовой деятельности) и миоэпителия молочных желез.
Эндокринная регуляция
После того как поработал «нервный» гипоталамус, начинает работать система гуморальной регуляции: от гипофиза распоряжения поступают в железы и клетки. Как мы уже понимаем, гипофиз вырабатывает следующую по нисходящей категорию гормонов — тропные. Секреция их в кровь идет по принципу обратной связи, или автоматической саморегуляции. Если в крови мало некоего гормона, гипофиз выделяет гормон, повышающий активность определенной железы, подталкивающий ее к немедленному выделению этого гормона. Если гормона много в крови, гипофиз перестает выделять тропный гормон. Какие гормоны относятся к тропным и за какие функции они отвечают?
1. Соматотропин — регулирует рост костей в длину, ускоряет обмена веществ. Для развивающегося организма соматотропин имеет огромное значение. При его недостатке рост останавливается, у человека, родившегося с нормальными параметрами, развивается карликовость и он на всю жизнь остается маленьким. А вот при его избытке диагностируется гигантизм, рост может «рвануть» с огромной скоростью. Самым высоким человеком в мире сейчас считается Султан Кесен, он вырос до 251 сантиметра. Но абсолютный зафиксированный рекорд принадлежит американскому великану Роберту Уодлоу, имевшему рост 272 сантиметра. Еще одно отклонение, при повышенной выработке соматотропина развивающееся у взрослых людей, — акромегалия, при которой непропорционально увеличиваются кости стоп, кистей, лицевой части черепа, огромным становятся нос, подбородок, язык, голос грубеет, увеличивается объем сердца.
2. Тиреотропин отвечает за сбалансированную деятельность щитовидной железы, активизирует производство тироксина.
3. Адренокортикотропные гормоны руководят работой надпочечников, а именно их мозгового слоя.
4. Фолликулостимулирующий гормон ответственен за своевременное созревание фолликулов яичников, влияя таким образом на синтез женских половых гормонов; у мужчин он помогает правильному развитию семенников и сперматогенезу.
5. Гонадотропин воздействует на половые железы
и стимулирует секрецию ими половых гормонов.
6. Пролактин — активизирует работу молочной железы. Он начинает вырабатываться после родов, причем старт выработке гормона дает, в том числе, сам младенец — он сосет грудь, а сигнал от раздражения рецепторов отправляется в гипоталамус.
Хочешь сдать экзамен на отлично? Жми сюда — подготовка к ОГЭ по биологии онлайн
КАК РАБОТАЕТ ЩИТОВИДНАЯ ЖЕЛЕЗА. / Государственное бюджетное учреждение здравоохранения Ямало-Ненецкого автономного округа «Лабытнангская городская больница»
Щитовидная железа – важнейшая часть гормональной системы человеческого организма, участвующая практически во всех процессах жизнедеятельности организма. Давайте разберемся, как она работает и что может вызвать нарушения ее функций.
Что такое щитовидная железа?
Это образование, имеющее форму бабочки, располагается на передней части шеи. Оно обернуто вокруг трахеи. Щитовидная железа – единственный орган, способный поглощать йод, полученный вместе с пищей, йодированной солью или пищевыми добавками. В клетках щитовидной железы это вещество соединяется с аминокислотой тирозином и преобразуется в гормоны трийодтиронин (Т3) и тироксин (Т4). Цифры в названиях гормонов показывают, сколько молекул йода содержится в каждой молекуле гормона.
Если не хватает йода
В питании современного человека не хватает йода. Узнайте больше о профилактике йододефицита. Когда щитовидная железа функционирует нормально, она вырабатывает около 80 процентов Т4 и 20 процентов Т3. Т3 считается более активным гормоном.
Если не хватает йода
В питании современного человека не хватает йода. Узнайте больше о профилактике йододефицита.
Когда щитовидная железа функционирует нормально, она вырабатывает около 80 процентов Т4 и 20 процентов Т3. Т3 считается более активным гормоном. После производства гормоны щитовидной железы попадают в кровь. Их основная цель – регуляция обмена веществ, в основном способности клеток преобразовывать кислород и питательные вещества в энергию. Деятельность щитовидной железы регулируется гипоталамусом и гипофизом – железами внутренней секреции, расположенными в головном мозге. Гипоталамус производит так называемый тиреотропин-релизинг-гормон, который стимулирует производство тиреотропного гормона в гипофизе. Именно уровень тиреотропного гормона, циркулирующего в крови, регулирует количество производимых Т3 и Т4.
Факторы риска нарушения работы щитовидной железы:
1. Пол. Риск развития заболеваний щитовидной железы у женщин в шесть-восемь раз выше, чем у мужчин.
2. Возраст. У людей старше 50 лет повышен риск развития заболеваний щитовидной железы.
3. Семейная история повышает риск развития заболеваний щитовидной железы. Он особенно высок, если у вас есть близкие родственницы (мать, сестра, дочь) с болезнями щитовидной железы.
4. Операции щитовидной железы. Удаление всей железы или ее части обычно приводит к нарушению производства гормонов.
5. Беременность и послеродовой период. Риск нарушения работы этого органа увеличивается в течение беременности и первого года после родов.
6. Курение. Сигареты содержат тиоцианаты – вещества, угнетающие работу щитовидной железы.
7. Передозировка йода. Самостоятельное назначение препаратов йода или БАДов, содержащих это вещество увеличивает риск гиперфункции щитовидной железы.
8. Недостаток йода. Дефицит йода в пище увеличивает риск развития недостаточной работы щитовидной железы.
9. Употребление лекарств. Некоторые препараты влияют на работу щитовидной железы. Об их побочном действии обычно сообщается в инструкции по применению.
10. Продукты питания. Некоторые растительные продукты, употребленные сырыми, способны угнетать функции щитовидной железы из-за содержащихся в них гойтрогенов. Эти вещества есть в таких крестоцветных овощах, как брюссельская капуста, репа, кольраби, редис, а также в продуктах из сои. Эти овощи надо подвергать температурной обработке и употреблять с осторожностью тем, у кого уже есть нарушения работы щитовидной железы.
11. Воздействие радиации. К нему относится результат загрязнения окружающей среды, а также излучение, которое применяется в качестве медицинской процедуры при лечении, например, онкологических заболеваний.
12. Стресс. Серьезные травмирующие события в жизни способны повлиять на эндокринные процессы в организме. В том числе и нарушить работу щитовидной железы.
Важно! Чтобы вовремя выявить и вылечить заболевания щитовидной железы, приводящие к нарушению ее работы, надо регулярно проходить обследование у врача-эндокринолога. Специалисты рекомендуют делать это не реже одного раза в год, а также обращаться к врачу при малейших подозрениях на проблемы со щитовидной железой.
Самое важное
Щитовидная железа производит гормоны, регулирующие обмен веществ в организме. К нарушениям ее работы может привести недостаток йода, старение, неправильное питание, вредные привычки, а также влияние внешней среды.
Тиротропин-рилизинг-гормон | Вы и ваши гормоны от Общества эндокринологов
Альтернативные названия тиреотропин-рилизинг-гормона
Гормон, высвобождающий тиротрофин; TRH
Что такое тиреотропин-рилизинг-гормон?
Тиротропин-рилизинг-гормон — один из самых маленьких гормонов в организме, состоящий из миниатюрной цепочки, состоящей всего из трех аминокислотных строительных блоков. Он образован скоплением нервных клеток в гипоталамусе, области у основания мозга, чуть выше гипофиза.Этот кластер нервных клеток известен как паравентрикулярное ядро. Нервные волокна, которые выходят из него, несут гормон высвобождения тиреотропина и высвобождают его в кровь, окружающую гипофиз, где он оказывает наиболее важное действие. Это должно регулировать образование и секрецию тиреотропного гормона в гипофизе, который, в свою очередь, регулирует выработку тироидных гормонов в щитовидной железе. Гормон, высвобождающий тиротропин, очень недолговечный, длится всего две минуты и проходит менее дюйма в кровотоке к гипофизу, прежде чем разрушится.
Секреция тиреотропин-рилизинг гормона гипоталамусом также может стимулировать высвобождение другого гормона гипофиза, пролактина. Помимо своей роли в контроле выработки тиреотропного гормона и пролактина, тиреотропин-рилизинг-гормон имеет более широкое распространение в тканях нервной системы, где он может действовать как нейротрансмиттер. Например, инъекция тиреотропин-рилизинг-гормона оказывает влияние на центры возбуждения и питания мозга, вызывая бодрствование и потерю аппетита.
Как контролируется тиреотропин-рилизинг-гормон?
Как следует из названия, основным действием тиреотропин-рилизинг-гормона является стимуляция высвобождения тиреотропина (также известного как тиреотропный гормон) из гипофиза. Тиротропин-рилизинг-гормон — главный регулятор роста и функции щитовидной железы (включая секрецию тиреоидных гормонов тироксина и трийодтиронина). Эти гормоны, помимо прочего, контролируют скорость метаболизма, тепловыделение, нервно-мышечную функцию и частоту сердечных сокращений.Если в мозгу недостаточно гормона щитовидной железы, это будет обнаружено гипоталамусом, и тиреотропин-рилизинг-гормон будет выпущен в кровь, снабжающую гипофиз. Воздействие тиреотропин-рилизинг-гормона на гипофиз заключается в запуске высвобождения тиреотропного гормона, который, в свою очередь, стимулирует выработку тироидным гормоном большего количества тироидного гормона. Таким образом, тиреотропин-рилизинг-гормон является первым сигналом мозга, который участвует во многих действиях, контролирующих секрецию гормонов щитовидной железы.
Тиротропин-рилизинг-гормон (в его фармацевтической формулировке «протирелин») широко использовался в качестве лекарственного средства для проверки наличия у кого-либо гиперактивности щитовидной железы. Однако теперь существуют более чувствительные измерения, которые могут определять очень низкие уровни тиреотропного гормона в крови. Тесты на тиротропин-высвобождающий гормон все еще иногда проводятся, но обычно используются для диагностики состояний, вызванных резистентностью к действию гормона щитовидной железы.
Что произойдет, если у меня будет слишком много тиреотропин-рилизинг-гормона?
Случаев избытка тиреотропин-рилизинг-гормона не известно.
Что произойдет, если у меня будет слишком мало тиреотропин-рилизинг-гормона?
Если у человека слишком мало тиреотропин-рилизинг-гормона, у него разовьется недостаточная активность щитовидной железы (гипотиреоз). Это редкое состояние, обычно из-за травмы или опухоли, которая разрушает эту область гипоталамуса. Эта ситуация называется вторичным или центральным гипотиреозом.
Последний раз отзыв: март 2018
Регулирование биологической активности тиреотропина (ТТГ) с помощью ТТГ-рилизинг-гормона и гормона щитовидной железы
Регулирование биологической активности ТТГ гормоном щитовидной железы и ТРГ изучали путем сравнения ТТГ, секретируемого гипофизом и in vitro у нормальных и тиреоидэктомированных крыс, которым альтернативно вводили ТРГ in vivo или in vitro.Нормальным и тиреоидэктомированным (3 недели после тиреоидэктомии) крысам вводили физиологический раствор или TRH (100 мкг) трижды в течение 24 часов. Гипофизы инкубировали in vitro в течение 6 часов, и были проанализированы шесть групп образцов гипофиза и секретированного ТТГ: нормальные (n = 6), тиреоидэктомированные (n = 6), нормальные и тиреоидэктомированные группы, получавшие TRH in vitro (n = 2). каждая) с 10 (-8) М TRH, добавленными в среду для инкубации, и нормальные и подвергнутые тиреоидэктомии группы TRH, обработанные in vivo, в их среду для инкубации также добавляли 10 (-8) M TRH (n = 4 каждая).Биологическая активность ТТГ в экстрактах и средах гипофиза была проанализирована с точки зрения способности стимулировать аденилатциклазу в мембранах щитовидной железы человека. Тиреоидэктомия значительно снизила биологическую активность ТТГ гипофиза (70%) по сравнению с нормальной, без влияния на секретируемый ТТГ в среде. TRH, как in vivo, так и in vitro, по сравнению с соответствующими необработанными группами, вызывал значительное увеличение биоактивного TSH в средах как в нормальных (TRH in vivo, 131%; TRH in vitro, 139%), так и в тиреоидэктомированных образцах после TRH в vivo (158%).Эффект TRH в гипофизе показал значительное увеличение биоактивности ТТГ из нормальных образцов, обработанных TRH in vivo (137%), тогда как в образцах гипофиза, подвергнутых тиреоидэктомии с TRH in vitro, биоактивность ТТГ была снижена (69%). Эти результаты показывают, что дефицит гормона щитовидной железы и TRH по-разному регулируют биоактивность ТТГ. Дефицит тироидного гормона вызывает снижение биологической активности ТТГ гипофиза и способствует влиянию ТРГ на секрецию более биологически активных форм. TRH не только индуцировал образование более биологически активных форм, но и стимулировал их секрецию в среду.
Гормон, стимулирующий щитовидную железу | Вы и ваши гормоны от Общества эндокринологов
Альтернативные названия тиреотропного гормона
ТШ; тиреотропин, тиреотрофин
Что такое тиреотропный гормон?
Гормон, стимулирующий щитовидную железу, вырабатывается и попадает в кровоток гипофизом. Он контролирует производство гормонов щитовидной железы, тироксина и трийодтиронина, щитовидной железой, связываясь с рецепторами, расположенными на клетках щитовидной железы.Тироксин и трийодтиронин необходимы для поддержания скорости метаболизма, работы сердца и пищеварительной системы, мышечного контроля, развития мозга и поддержания костей.
Как контролируется тиреотропный гормон?
Когда тиреоидостимулирующий гормон связывается с рецептором на клетках щитовидной железы, это заставляет эти клетки производить тироксин и трийодтиронин и выпускать их в кровоток. Эти гормоны негативно влияют на гипофиз и останавливают выработку тиреотропного гормона, если уровни тироксина и трийодтиронина слишком высоки.Они также отключают выработку гормона, называемого тиреотропин-рилизинг-гормоном. Этот гормон вырабатывается гипоталамусом, а также стимулирует гипофиз к выработке тиреотропного гормона.
Что произойдет, если у меня будет слишком много гормона, стимулирующего щитовидную железу?
С помощью простого анализа крови можно определить уровень гормона, стимулирующего щитовидную железу, в кровотоке. Если у человека слишком много, это может указывать на то, что его щитовидная железа не вырабатывает достаточно гормона щитовидной железы, то есть у него недостаточная активность щитовидной железы или гипотиреоз.Люди с недостаточной активностью щитовидной железы часто чувствуют себя вялыми, прибавляют в весе и чувствуют холод. Их щитовидная железа может увеличиваться, вызывая зоб. Лечение — это прием лекарств в виде таблеток для нормализации уровня гормонов щитовидной железы. Это также снижает количество гормона, стимулирующего щитовидную железу, в кровотоке. Особенно важно, чтобы беременные женщины получали правильное количество гормона, стимулирующего щитовидную железу, и гормонов щитовидной железы, чтобы обеспечить здоровое развитие их детей.Гормон, стимулирующий щитовидную железу, является одним из гормонов, измеряемых у новорожденных. В редких случаях проблемы со стороны гипофиза или редкие генетические заболевания могут приводить к неадекватно высоким уровням гормонов, стимулирующих щитовидную железу, и высоким уровням свободных гормонов щитовидной железы.
Что произойдет, если у меня слишком мало гормона, стимулирующего щитовидную железу?
Если у человека слишком мало гормона, стимулирующего щитовидную железу, наиболее вероятно, что его щитовидная железа вырабатывает слишком много гормона щитовидной железы, то есть у него сверхактивная щитовидная железа или гипертиреоз, который подавляет действие гормона, стимулирующего щитовидную железу.Люди с гиперактивной щитовидной железой имеют симптомы, противоположные людям с гипотиреозом, то есть они теряют вес (несмотря на увеличение количества еды), чувствуют себя слишком горячими и могут испытывать учащенное сердцебиение или беспокойство. У них также может быть немного увеличенная щитовидная железа. Лечение — это лекарства в форме таблеток, которые снижают активность щитовидной железы и возвращают все уровни гормонов щитовидной железы в норму. В редких случаях проблемы в гипофизе могут также приводить к низкому уровню гормона, стимулирующего щитовидную железу, и низкому уровню свободных гормонов щитовидной железы.
Последний раз отзыв: март 2018
Тиротропин-высвобождающий гормон и механизм обратной связи тироидного гормона | Эндокринология
Гормон щитовидной железы (TH) играет важную роль в развитии, росте и клеточном метаболизме. Производство TH контролируется сложным механизмом положительной и отрицательной регуляции. Гипоталамический рилизинг-гормон ТТГ (TRH) стимулирует секрецию ТТГ передней долей гипофиза. Затем ТТГ инициирует синтез и высвобождение ТГ из щитовидной железы.Синтез генов субъединиц TRH и TSH ингибируется на уровне транскрипции TH, который также ингибирует посттрансляционную модификацию и высвобождение TSH. Хотя противоположные входы TRH и TH регулируют ось гипоталамус-гипофиз-щитовидная железа, отрицательная обратная связь TH в гипофизе считается основным регулятором уровней ТТГ в сыворотке. Однако исследование трансгенных животных показало неожиданную, доминирующую роль TRH в регуляции гипоталамо-гипофизарно-тироидной оси и непредвиденное участие домена лиганд-зависимой функции активации рецептора тироидного гормона (AF-2) в TH-негативной регуляции.Эти результаты обобщены в обзоре.
Нейрон тиреотропин-рилизинг-гормона имеет хорошие возможности для интеграции информации об окружающей среде, а также о циркулирующих уровнях ТГ и в конечном итоге влияет на метаболизм в ответ на эти физиологические изменения.
Сывороточные концентрации T 4 и его биологически активной формы T 3 поддерживаются in vivo в узком диапазоне за счет способности тироидного гормона (TH) ограничивать свое собственное производство за счет отрицательной обратной связи при высвобождении ТТГ в гипоталамусе. гормональный нейрон (ТРГ) и тиреотроф гипофиза.Эта обратная связь критически зависит от присутствия нормальных рецепторов TH (TR), которые связываются с промоторами генов TRH и субъединиц TSH и регулируют их экспрессию (1–5). В присутствии его лиганда, T 3 , TR опосредуют лиганд-зависимую репрессию транскрипции этих генов, а в отсутствие T 3 скорость транскрипции не просто возвращается к исходному уровню, но лиганд-независимая активация наблюдается (6–8). Хотя до сих пор часто утверждается, что основным локусом регуляции TH по оси гипоталамус-гипофиз-щитовидная железа (HPT) является гипофиз, новые данные на моделях мышей говорят об обратном.
TH Действие на оси HPT
Ранние исследования с использованием первичных культур клеток тиреотропных опухолевых клеток мыши продемонстрировали, что лечение TH подавляет транскрипцию генов субъединиц ТТГ, и, как следствие, синтез ТТГ снижается (9). Примерно в то же время было показано, что TH подавляет уровни мРНК препро-TRH в определенных нейронах гипоталамуса (10). Наконец, было показано, что TRH влияет на биоактивность ТТГ, изменяя характер его гликозилирования (11).Таким образом, ТГ может действовать на гипофизарном, гипоталамическом или обоих уровнях, регулируя синтез ТТГ, который, в свою очередь, контролирует выработку ТГ щитовидной железой.
Создание моделей мышей, в которых TR были либо удалены, либо мутированы, помогло определить лучшее действие обратной связи TH на оси HPT. Эти линии мышей были разработаны для моделирования заболевания человека, называемого резистентностью к гормону щитовидной железы (RTH), при котором была обнаружена доминантно наследуемая мутация в β-изоформах TR (12). Молекулярная основа этого расстройства заключается в доминантном ингибировании эндогенных TR мутантным рецептором, что приводит к повышению уровней как ТТГ, так и ТГ в сыворотке.Чтобы подтвердить, что гипофиз был важным локусом отрицательной обратной связи TH, была получена трансгенная мышь, экспрессирующая гипофизарно-специфический мутантный TR (Δ337T) (13). У трансгенных мышей развился выраженный гипофизарный RTH, о чем свидетельствует заметно повышенный исходный уровень и уровни мРНК гипофизарного TSH-β и не-T 3 -супрессируемых сывороточных уровней TSH и TSH-β, а также, как и ожидалось, уровни мРНК prepro-TRH в гипоталамусе были подавлены. Однако удивительно, что уровни Т 4 в сыворотке у этих мышей были повышены лишь незначительно.После введения TRH концентрации T 4 увеличивались как у трансгенных, так и у животных дикого типа, но у трансгенных животных наблюдалось устойчивое увеличение в течение 72 часов. Трансгенные мыши с гипотиреозом также проявляли реакцию на ТТГ, которая составляла только 30% от реакции, наблюдаемой у животных дикого типа. Эти находки показывают, что гипофизарная экспрессия этого мутантного TR нарушает как T 3 -независимую активацию, так и T 3 -зависимое подавление экспрессии гена субъединицы TSH in vivo .Несоответствие между базальным уровнем ТТГ и Т 4 и изменение этих результатов при введении ТРГ демонстрируют, что резистентность на уровне как тиреотрофа, так и гипоталамического нейрона TRH необходима для повышения уровней ТГ у пациентов с РУТ (13).
Хотя гипоталамический TRH является основным стимулятором синтеза и высвобождения TSH из передней доли гипофиза (14, 15), TH отрицательная обратная связь в гипофизе считается наиболее важным физиологическим регулятором уровней TSH в сыворотке (9).Недавно была продемонстрирована центральная роль TRH в нормальной обратной связи TH по оси HPT. Исследовали мышей, у которых отсутствовали либо TRH [нокаут TRH (KO)], либо β-изоформы рецепторов TH (TRβ KO), либо оба (двойной KO). Как сообщалось ранее, мыши TRβ KO имеют значительно более высокие уровни ТГ и ТТГ по сравнению с мышами дикого типа. Напротив, у мышей с двойным нокаутом были снижены уровни ТГ и ТТГ по сравнению с контрольными животными. Неожиданно у мышей с двойным гипотиреозом КО также не удалось добиться значительного повышения уровня ТТГ в сыворотке, а иммуноокрашивание ТТГ гипофиза было заметно снижено по сравнению со всеми другими генотипами мышей с гипотиреозом.Этот нарушенный ответ ТТГ, однако, не был связан с уменьшением количества тиреотрофов гипофиза, потому что количество тиреотрофных клеток, оцениваемое по количеству ТТГ-иммунопозитивных клеток, было восстановлено после хронического лечения ТРГ. Таким образом, нейрон TRH абсолютно необходим как для синтеза ТТГ, так и для синтеза TH и, по-видимому, является локусом заданного значения на оси HPT (16).
TRH и гипофизиотропный TRH Neuron
TRH представляет собой трипептидный амид (пиро-Glu-His-Pro-NH 2 ), полученный из большого белка-предшественника, препро-TRH (ppTRH), путем посттрансляционного процессинга (ферменты прогормон-конвертазы PC1, -2 и -3) (17).Препро-TRH крысы представляет собой полипептид массой 29 кДа, состоящий из 255 аминокислот. Предшественник крысы содержит N-концевую 25-аминокислотную лидерную последовательность, пять копий последовательности предшественника TRH Gln-His-Pro-Gly, фланкированных парными основными аминокислотами (Lys-Arg или Arg-Arg), четыре не-TRH пептиды, расположенные между предшественниками TRH, N-концевым фланкирующим пептидом и C-концевым фланкирующим пептидом (18, 19). Крысы и мыши имеют пять последовательностей предшественников Gln-His-Pro-Gly TRH, тогда как люди имеют шесть последовательностей TRH (19).Уровни TH в сыворотке могут влиять на обработку про-TRH, изменяя конвертазы прогормона; низкие уровни TH стимулируют экспрессию TRH и прогормон-конвертазы в паравентрикулярном ядре (PVN) (20, 21).
Гипоталамический PVN, ядро треугольной формы, расположенное на дорсальных границах третьего желудочка (22–24), состоит из перивентрикулярной парвоцеллюлярной части, содержащей нейросекреторные нейроны (гипофизиотропные нейроны), которые высвобождают свои гормоны в кровообращение портала гипофиза в срединном направлении. возвышение и магноцеллюлярная часть, которая содержит нейросекреторные клетки, выступающие в задний гипофиз, которые выделяют окситоцин и вазопрессин (25).Исследования на крысах показали обратную зависимость между уровнями TH в сыворотке и экспрессией мРНК препро-TRH в PVN во время экспериментально индуцированного гипо- и гипертиреоза, подтверждая важную роль этих нейронов в этой классической эндокринной петле отрицательной обратной связи (10). Эта регуляция была ограничена небольшой популяцией нейронов TRH, расположенных внутри PVN.
Три основные группы нейронов опосредуют действие других физиологических стимулов на гипофизиотропные нейроны TRH (17) (рис.1). Во-первых, считается, что адренергический ввод из мозгового вещества опосредует стимулирующие эффекты воздействия холода на нейрон TRH (26, 27). Катехоламины, как полагают, увеличивают заданное значение ингибирования экспрессии гена TRH на T 3 , тем самым позволяя высоким уровням циркулирующего TH вносить вклад в усиленный термогенез. Катехоламины действуют на нейроны TRH главным образом через α1-адренорецепторы (26), которые могут индуцировать фосфорилирование белка, связывающего элемент ответа цАМФ (CREB) (28).CREB активирует промотор TRH путем связывания с элементом ответа CREB в промоторе, который перекрывается с сайтом связывания TR (29). Предполагается, что воздействие холода увеличивает фосфорилированный CREB, который затем конкурирует с TR за связывание с промоторной областью TRH (17). Адренергические волокна, контактирующие с нейронами TRH, также содержат как минимум два нейропептида: транскрипт, регулируемый кокаином и амфетамином (CART), и нейропептид Y (NPY) (30, 31). CART оказывает стимулирующее действие на синтез и высвобождение TRH (22) и может усиливать действие адреналина на нейроны TRH во время воздействия холода.Напротив, NPY оказывает сильное ингибирующее действие на транскрипцию гена TRH (32) за счет ингибирования пути вторичного мессенджера cAMP-CREB (33). NPY может играть роль в противодействии повышенному высвобождению адреналина в PVN в нескольких физиологических или патологических ситуациях (34).
Рис. 1
Физиологические пути регуляции гипофизиотропных нейронов TRH.
Рис. 1
Физиологические пути регуляции гипофизиотропных нейронов TRH.
Второй вход в нейроны TRH происходит от пептидергических нейронов в дугообразном ядре; Считается, что эти нейроны опосредуют изменения лептина в оси HPT во время голодания (35). Голодание снижает секрецию лептина, что приводит к повышению аппетита, энергосбережению и изменениям в нейроэндокринных осях (36, 37). На ось HPT влияет голодание, что приводит к снижению синтеза мРНК препро-TRH в PVN и, как следствие, к более низким уровням ТТГ и TH в сыворотке (38). Две отдельные лептин-чувствительные нейрональные группы в дугообразном ядре с противоположной функцией посылают проекции на нейроны TRH.Эти нейроны передают сигнал либо через аноректические пептиды CART и α-MSH, либо через орексигенные пептиды NPY и родственный агути белок (AGRP) (35). Баланс между эффектами обеих нейронных групп также может быть важным при установлении заданного значения TRH нейронов для ингибирования обратной связи TH.
Наконец, дорсомедиальное ядро гипоталамуса (DMN) работает как метаболический сенсор для гипофизиотропных нейронов TRH. Дугообразное ядро отправляет окончания аксона, содержащие α-MSH, в DMN, а затем DMN отправляет проекции на нейроны TRH (39).Прямая дугообразная-PVN и непрямая дугообразная-DMN-PVN передача сигналов к нейрону TRH могут представлять альтернативные пути, с помощью которых лептин действует, регулируя этот нейрон (18). Таким образом, TRH может синтезироваться и секретироваться во многих областях мозга (40, 41), но гормон, синтезируемый в гипофизиотропных нейронах TRH, является единственным гормоном, регулируемым TH (10). Помимо TH, стресс, холод и питание могут влиять на экспрессию TRH.
TRs
Изоформы
TR являются членами суперсемейства ядерных рецепторов лиганд-модулированных факторов транскрипции (42).Альтернативный сплайсинг и инициация транскрипции двух генов продуцируют все известные лиганд-связывающие изоформы TR: TRα1, TRβ1, TRβ2 и TRβ3. Экспрессия и регуляция TR варьируются в зависимости от изоформы и типа ткани (5, 43, 44). Иммуноцитохимическая локализация изоформ TR в головном мозге взрослых крыс была обнаружена в нескольких областях, включая гипоталамус (45). Более интенсивная экспрессия TR была обнаружена в PVN, дугообразном ядре и среднем возвышении взрослых крыс (46), а TRβ2 был обнаружен в большом количестве в PVN (5).Действительно, ограниченная экспрессия TRβ2 (тиреотроф, TRH нейроны PVN, развивающееся ухо и развивающаяся сетчатка) контрастирует с более повсеместной экспрессией изоформ TRα1 и TRβ1 (42). Исследование с использованием доставки миРНК в гипоталамус мыши показало, что миРНК, направленная против TRβ1, блокирует как T 3 -независимую активацию, так и T 3 -зависимую модуляцию транскрипции TRH. Напротив, siRNA, направленная против TRβ2, отменяла только репрессию транскрипции T 3 (47).
В дополнение к этим результатам, исследование TRβ2-нулевых мышей (животных, лишенных изоформы TRβ2) продемонстрировало, что базальная экспрессия препро-TRH была увеличена у TRβ2-нулевых мышей до уровней, наблюдаемых у мышей с гипотиреозом дикого типа, но экспрессия не наблюдалась. значительно изменится в ответ на гипотиреоз или лечение T 3 . Напротив, подавление экспрессии мРНК препро-TRH в ответ на голодание сохранялось у TRβ2-нулевых мышей. Таким образом, TRβ2 является ключевой изоформой TR, ответственной за T 3 -опосредованную регуляцию отрицательной обратной связи гипофизиотропными нейронами TRH (48).
дейодиназа и MCT8
Внутриклеточная концентрация T 3 является важным детерминантом регуляции TRH. Внутриклеточная концентрация T 3 определяется клеточным поглощением, а также продуцированием и деградацией T 3 в центральной нервной системе. Два наиболее важных семейства транспортеров, которые участвуют в транспорте TH в головном мозге, — это полипептид, транспортирующий органический анион (OATP), и транспортер монокарбоксилата (MCT).Среди них MCT8 проявляет особенно высокую активность по отношению к T 3 (49). Один член семейства OAT, OATP 14, экспрессируется в PVN, но это не транспортер TH с более высоким сродством. С другой стороны, MCT8 экспрессируется во многих тканях, включая мозг, где он преимущественно локализуется в нейронах. MCT8 играет важную роль в транспорте T 3 в нейронах, а мутации в MCT8 препятствуют действию и метаболизму T 3 в этих клетках (49).Мыши, у которых отсутствует MCT8, имеют нормальный уровень ТТГ, несмотря на высокий уровень T 3 . Кроме того, мыши, лишенные MCT8, имеют низкие церебральные уровни T 3 , соответствующие неспособности транспортировать T 3 в нейроны (50). У людей мутации в гене MCT8, расположенном на X-хромосоме, приводят к появлению у мужчин неврологических нарушений, включая глобальную задержку развития, центральную гипотонию, спастическую квадриплегию, дистонические движения, вращательный нистагм и нарушение зрения и слуха.Эндокринные данные включают повышенный уровень T 3 и пониженный уровень T 4 при нормальной секреции ТТГ (51).
T 3 продуцирование и разложение происходит посредством T 4 дейодирования двумя отдельными ферментами, дейодиназой типа II (D2) и типа III (D3) (52). D2 активирует гормон щитовидной железы, преобразовывая T 4 в T 3 , тогда как D3 инактивирует гормон щитовидной железы, преобразовывая T 3 в T 2 и T 4 в обратный T 3 .В некоторых исследованиях гипотиреоз вызывал лишь умеренное увеличение мРНК D2 в гипоталамусе и отсутствие увеличения активности D2 (53). Точно так же, когда гипоталамические клетки были проанализированы в связи с дефицитом йода, не было увеличения активности D2 в гипоталамусе, в отличие от того, что наблюдалось в других областях мозга (54). Взятые вместе, эти исследования предполагают, что поддержание постоянного тканевого уровня T 3 может не быть основной функцией D2 в гипоталамусе.
Напротив, T 3 , продуцируемый таницитами, уникальным типом глиальных клеток, выстилающих третий желудочек, может быть основным источником T 3 для регуляции нейронов TRH с помощью обратной связи. Танициты экспрессируют высокую концентрацию мРНК D2 и продуцируют Т 3 из периферических циркулирующих Т 4 (55). T 3 может затем диффундировать в вещество мозга, чтобы достичь гипоталамического PVN (55), или может высвобождаться в срединное возвышение и транспортироваться терминалами аксонов к гипофизиотропным нейронам TRH (24, 56-59).Активность D2 в таницитах при различных уровнях циркулирующего TH, по-видимому, вносит вклад в регуляцию отрицательной обратной связи оси HPT, возможно, потому, что она позволяет гипофизиотропным нейронам TRH ощущать любые изменения в выходе T 4 щитовидной железой. Мыши D2-KO продемонстрировали критическую важность локальной продукции T 3 для контроля оси HPT. У этих животных низкие уровни Т 3 в головном мозге связаны с повышенными уровнями Т 4 и ТТГ в сыворотке, что указывает на наличие центральной резистентности к ТГ из-за неадекватной центральной продукции Т 3 (60).
Механизм обратной связи щитовидной железы
TH регулирует экспрессию и продукцию гена TRH посредством механизма отрицательной обратной связи; Экспрессия TRH высокая, когда уровни TH низкие, и экспрессия TRH подавляется, когда уровни TH повышаются. Как указывалось ранее, экспрессия TRH регулируется TH в PVN (10, 61). Это клеточно-специфическое действие TH предполагает, что нейроны TRH в PVN имеют все элементы, необходимые для восприятия и ответа на циркулирующие периферические уровни TH.
Как отмечалось выше, циркулирующий T 4 преобразуется в T 3 посредством D2 в таницитах. Баланс доказательств предполагает, что T 3 затем получает доступ к нейрону TRH через транспортер MCT8. После того, как T 3 входит в нейроны TRH в PVN, регуляция происходит на двух уровнях: экспрессия транскрипта препро-TRH и процессинг про-TRH в зрелый пептид TRH. Регуляция экспрессии гена TRH с помощью T 3 происходит в основном через TRβ2, предположительно по прямому механизму.Также возможно, что T 3 действует в сигнальном пути экспрессии гена TRH через другие ядра гипоталамуса, потому что TRβ2 также экспрессируется в дугообразном и вентромедиальном ядрах, и оба ядра могут изменять заданное значение экспрессии TRH при голодании.
Очевидно, что базальный уровень экспрессии гена TRH важен для определения уставки регуляции посредством TH посредством прямого или косвенного механизма. То, что определяет базальный уровень транскрипции гена TRH, является предметом многочисленных дискуссий.В исследованиях in vitro и было показано, что несвязанный TR-β2 активирует ген TRH через его уникальный аминоконцевой домен (62). Это открытие согласуется с критической ролью in vivo и TR-β2 в регуляции оси HPT (48). Более того, не представляется возможным отделить T 3 -независимые свойства TR, которые активируют гены, подобные TRH, от его T 3 -зависимых активностей, которые приводят к ингибированию экспрессии генов TH.
Одним из первых шагов к пониманию регуляции TRH с помощью TH было картирование элементов ответа TH в промоторе.Делеционный анализ гена TRH идентифицировал область в проксимальном промоторе, названную сайтом 4, которая содержала два структурно различных отрицательных элемента ответа TH. Эта область высококонсервативна как у мышей, так и у человека (2, 63). Основная последовательность сайта 4 (TGACCTCA) подобна элементу ответа CREB, что предполагает механизм перекрестного взаимодействия цАМФ и TH на промоторе (64). Хотя этот сайт важен для регуляции цАМФ и T 3 гена TRH in vitro , физиологическое значение этой области in vivo еще предстоит доказать.
Используя модели трансгенных мышей с нокаутом, начали изучать механизм негативной регуляции TH in vivo . В одной модели две аминокислоты в P-боксе ДНК-связывающего домена TR-β были мутированы на остатки, обнаруженные в рецепторе глюкокортикоидов (GR). Эта мутация (GS125) in vitro полностью устраняет связывание ДНК TRβ, сохраняя при этом связывание T 3 и взаимодействия кофактора с TR. В функциональных анализах мутант обнаружил дефектную trans -активацию как на положительно, так и на отрицательно регулируемых промоторах (TRH, TSHα и TSHβ).Однако мутант GS125 TRβ связывался с составным элементом TR / GR-ответа и был полностью функциональным на этом гибридном элементе TR / GR-ответа. Мыши, несущие эту мутацию в зародышевой линии обоих аллелей, демонстрировали аномальную регуляцию T 3 оси HPT, идентичную фенотипическим аномалиям, ранее наблюдаемым у мышей TRβ KO. Связывание TR-β ДНК, следовательно, важно для регуляции оси HPT посредством отрицательной обратной связи посредством TH (65, 66).
Вторая трансгенная модель мыши с нокаутом была сконструирована, чтобы определить, являются ли взаимодействия кофакторов TR существенными для TH-негативной регуляции. Исследования in vitro продемонстрировали, что активность TR регулируется путем связывания как с корепрессорным (CoR), так и с коактиваторным (CoA) белками на TH-позитивно регулируемых генах. Считается, что стимуляция TH включает диссоциацию CoR, таких как корепрессор ядерного рецептора (NCoR) и медиатор подавления ретиноевой кислоты и TR (SMRT) (67), из транскрипционного комплекса и рекрутирование CoA, таких как стероидный рецептор CoA-1 ( Src-1), к лигандированному TR. Однако физиологическая роль CoA, связанных с TRs, еще не была определена in vivo .Мышь с «нокаутом» TR была получена с использованием мутации E457A TRβ; эта мутация полностью устраняет рекрутирование CoA in vitro при сохранении нормального связывания T 3 и взаимодействий CoR. Как и ожидалось, мыши, несущие эту аллельную мутацию, демонстрировали аномальную экспрессию генов, стимулированную TH. Интересно, однако, что эти животные также демонстрировали аномальную регуляцию оси HPT. Сывороточный уровень ТГ, ТТГ и уровни мРНК гипофизарной субъединицы ТТГ были несоответствующим образом повышены по сравнению с таковыми у животных дикого типа, и обработка Т 3 не смогла подавить уровни сывороточного ТТГ и мРНК гипофизарной субъединицы ТТГ.Эти данные иллюстрируют важность интактной CoA-связывающей поверхности как для положительной, так и для отрицательной регуляции TH in vivo (68).
КоА — это белки, которые могут ремоделировать хроматин посредством ферментативного ацетилирования гистоновых хвостов или посредством регуляции сборки транскрипционного комплекса на промоторе посредством взаимодействий с РНК-полимеразой и общими факторами транскрипции (69). Одним из наиболее изученных белков CoA является Src-1, член класса транскрипционных факторов p160, сначала идентифицированный как коактиватор стероидных рецепторов (70), а затем охарактеризованный как коактиватор других ядерных рецепторов, включая TR (71, 72). .Мыши Src-1 KO показали умеренную устойчивость к TH (73), что позволяет предположить, что этот CoA может иметь решающее значение в регуляции TH оси HPT у мышей E457A. Как рекрутирование CoA в лигандированные TR приводит к ингибированию экспрессии генов в оси HPT, остается загадкой. Возможно, связывание этого кофактора с TR AF-2 доменом привлекает другие корепрессорные белки к транскрипционному комплексу, которые затем подавляют экспрессию гена.
В заключение, механизм управления отрицательной обратной связью TH по оси HPT был прояснен недавними исследованиями.Экспериментальные модели продемонстрировали критическую роль гипоталамического TRH в контроле оси HPT и в установлении уставки оси. Осознание того, что изоформа TR-β2 в первую очередь регулирует ось HPT, определило механистическое различие между ингибированием TH и стимуляцией. Дальнейшие исследования направлены на понимание других уникальных особенностей ингибирования TH на уровне транскрипции. Наконец, экспрессия гена TRH также регулируется температурой, приемом пищи и стрессом. Таким образом, нейрон TRH имеет хорошие возможности для интеграции информации об окружающей среде, а также о циркулирующих уровнях TH и в конечном итоге влияет на метаболизм в ответ на эти физиологические изменения.
Благодарности
Заявление о раскрытии информации: авторам нечего раскрывать.
Сокращения
CoA
CoR
CART
транскрипт, регулируемый кокаином и амфетамином
CREB
cAMP-ответный элемент-связывающий белок
HPT
гипоталамо-гипофизарно-тироидный
KO
MCT
транспортер монокарбоксилата
NPY
NPY
RTH
Устойчивость к гормону щитовидной железы
Src-1
TH
TR
TRH
GR
органический
1
Wondisford
Wondisford
Радовик
S
,
Steinfelder
HJ
,
Moates
JM
,
McClaskey
JH
,
Weintraub
BD
1989
Подавление экспрессии тиреоидных гормонов в тиреоидном гене обусловлено субстанцией тиреоидного гормона. cis — действующий элемент, расположенный в первом экзоне.
J Biol Chem
264
:
14601
—
14604
2
Холленберг
AN
,
Monden
T
,
Flynn
TR
,
ME
O
,
Wondisford
FE
1995
Ген тиреотропин-рилизинг-гормона человека регулируется тиреоидным гормоном через два различных класса элементов отрицательного ответа на тироидный гормон.
Mol Endocrinol
9
:
540
—
550
3
Мэдисон
LD
,
Ahlquist
JA
,
Rogers
SD
SD
Отрицательная регуляция промотора гена гликопротеинового гормона α гормоном щитовидной железы: мутагенез проксимального участка связывания рецептора сохраняет репрессию транскрипции.
Mol Cell Endocrinol
94
:
129
—
136
4
Pennathur
S
,
Madison
LD
,
Kay
TW
000
J
Локализация промоторных последовательностей, необходимых для чувствительности тиротропин-рилизинг-гормона и тиреоидного гормона α-гена гликопротеинового гормона в первичных культурах клеток гипофиза крыс.
Mol Endocrinol
7
:
797
—
805
5
Lechan
RM
,
Qi
Y
,
Jackson
IM
,
000
000
000
000
000
000 Идентификация изоформ рецепторов тироидных гормонов в нейронах тиреотропин-рилизинг-гормона паравентрикулярного ядра гипоталамуса.
Эндокринология
135
:
92
—
100
6
Вондисфорд
FE
,
Steinfelder
HJ
,
Наций
M
-1 противодействует действию рецептора тироидного гормона на ген β-субъединицы тиреотропина.
J Biol Chem
268
:
2749
—
2754
7
Sjoberg
M
,
Vennstrom
B
1995
Лиганд-зависимый гормональный рецептор определяется структурой гормонального ответного элемента.
Mol Cell Biol
15
:
4718
—
4726
8
Тагами
T
,
Мэдисон
LD
,
Нагая
T
000
000
000
000
000 Jameson
Jameson
Корепрессоры ядерных рецепторов активируют, а не подавляют базальную транскрипцию генов, которые негативно регулируются гормоном щитовидной железы.
Mol Cell Biol
17
:
2642
—
2648
9
Шупник
MA
,
Подбородок
WW
,
Habener
JF
0005, 9000 EC
Транскрипционная регуляция генов субъединиц тиреотропина гормоном щитовидной железы.
J Biol Chem
5
:
2900
—
2903
10
Segerson
TP
,
Kauer
J
,
Wolfe
HC
aker
HC
,
,
P
,
Jackson
IM
,
Lechan
RM
1987
Гормон щитовидной железы регулирует биосинтез TRH в паравентрикулярном ядре гипоталамуса крысы.
Science
238
:
78
—
80
11
Persani
L
1998
Гипоталамический тиреотропин-рилизинг-гормон и биологическая активность тиреотропина.
Щитовидная железа
10
:
941
—
946
12
Refetoff
S
,
Weiss
RE
,
Usala
SJ
гормонов резистентность к тиреоиду
.
Endocr Ред.
14
:
348
—
399
13
Abel
ED
,
Kaulbach
HC
,
Campos-Barros
A
,
ME
,
Hashimoto
K
,
Forrest
D
,
Wondisford
FE
1999
Новое понимание трансгенных мышей резистентности тиреоидных гормонов и ротропина.
J Clin Invest
103
:
271
—
279
14
Харрис
AR
,
Christianson
D
,
Smith
MS
000,
000
Fang
LE
,
Vagenakis
AG
1978
Физиологическая роль тиреотропин-рилизинг-гормона в регуляции секреции тиреотропного гормона и пролактина у крыс.
J Clin Invest
61
:
441
—
448
15
Steinfelder
HJ
,
Hauser
P
,
Nakayama
Y Radkey
JH
,
Taylor
T
,
Weintraub
BD
,
Wondisford
FE
1991
Регулирование транскрипционного фактора тиреотропин-рилизинг-фактора человеческого TSHB 1 / GHF-1) и потенциальное взаимодействие с элементом, ингибирующим гормон щитовидной железы.
Proc Natl Acad Sci USA
88
:
3130
—
3134
16
Nikrodhanond
AA
,
Ortiga-Carvalho
TM
,
000
000 Kim4000
000 Shibusawa 9000
000 Shibusawa 9000 ,
Liao
XH
,
Refetoff
S
,
Yamada
M
,
Mori
M
,
Wondisford
FE
9000rot4 2006 9000, высвобождающий тиреогенный гормон -гипофизарно-тиреоидная ось.
J Biol Chem
281
:
5000
—
5007
17
Lechan
RM
,
Wu
P
,
Jackson
IM
,
Wolf
S
,
Mandel
G
,
Goodman
RH
1986
Предшественник тиротропин-рилизинг гормона: характеристика в мозге крысы.
Science
231
:
159
—
161
18
Lechan
RM
,
Wu
P
,
Jackson
IM
-гормон, проиммунный гормон. в центральной нервной системе крыс.
Эндокринология
119
:
1210
—
1216
19
Fekete
C
,
Lechan
RM
2007
Нейропная регуляция гормонов тиреотропного гормона, синтезирующая тиреотропин роль афферентов нейронов и дейодиназы 2 типа.
Фронтальный нейроэндокринол
28
:
97
—
114
20
Perello
M
,
Friedman
T
,
Paez-Espinosa
0004 V
RC
,
Nillni
EA
2006
Гормоны щитовидной железы избирательно регулируют посттрансляционный процессинг протиротропин-рилизинг гормона в паравентрикулярном ядре гипоталамуса.
Эндокринология
147
:
2705
—
2716
21
Espinosa
VP
,
Феррини
M
,
Шен
X
000
000
X
,
Friedman
TC
2007
Клеточная колокализация и корегуляция между гипоталамическими про-TRH и прогормоновыми конвертазами при гипотиреозе
.
Am J Physiol Endocrinol Metab
292
:
E175
—
E186
22
Ishikawa
K
,
Taniguchi
Y
,
Kuroz5000
000 Kuroz5000
000
000 Kuroz5
000
M
1988
Иммуноцитохимическое разграничение тиреотрофической области: происхождение тиреотропин-рилизинг-гормона в средней высоте.
Нейроэндокринология
47
:
384
—
388
23
Merchenthaler
I
,
Liposits
Z
1994
9rotropin-картирование гормональных систем тиреотропного гормона к срединному возвышению и OVLT. Иммуноцитохимия в сочетании с ретроградной маркировкой на световом и электронном микроскопическом уровнях.
Acta Biol Hung
45
:
361
—
374
24
Fekete
C
,
Mihaly
E
,
Luo
LG
000 J
,
JT
,
Mao
Q
,
Rand
WM
,
Moss
LG
,
Kuhar
M
,
Emerson
CH
000
000
000 IM Jackson 9000 Legend RM
2000
Ассоциация транскрипт-иммунореактивных элементов, регулируемых кокаином и амфетамином, с нейронами, синтезирующими тиреотропин-рилизинг-гормон, в паравентрикулярном ядре гипоталамуса и ее роль в регуляции гипоталамо-гипофизарно-тироидной оси во время голодания.
J Neurosci
20
:
9224
—
9234
25
Swanson
LW
,
Sawchenko
PE
1983
Гипоталамическая парагипоталамическая интеграция.
Annu Rev Neurosci
6
:
269
—
324
26
Arancibia
S
,
Tapia-Arancibia
Lacher
,
000
000 Astier
000 Astier
000 Astier 1989
Физиологические доказательства α1-адренергического облегчающего контроля индуцированного холодом высвобождения TRH у крыс, полученные путем пушпульной канюляции среднего возвышения.
Neurosci Lett
100
:
169
—
174
27
Arancibia
S
,
Rage
F
,
Astier
000
c
,
Astier
H
Нейроэндокринные и автономные механизмы, лежащие в основе терморегуляции в холодной среде.
Нейроэндокринология
64
:
257
–
267
28
Thonberg
H
,
Fredriksson
JM
,
Nedergaard
000
000
000 JM
000
JM новый путь адренергической стимуляции фосфорилирования белка, связывающего элемент, связывающий цАМФ (CREB): опосредование через α1-адренорецепторы и активацию протеинкиназы С.
Biochem J
364
:
73
—
79
29
Nillni
EA
,
Vaslet
C
,
Harris
M
,
000
000 Bjor C
,
Flier
JS
2000
Лептин регулирует биосинтез протиротропин-рилизинг-гормона. Доказательства прямых и косвенных путей.
J Biol Chem
275
:
36124
—
36133
30
Wittmann
G
,
Липозиты
Z
,
Lechan
Медуллярные адренергические нейроны участвуют в нейропептидной Y-ергической иннервации гипофизиотропных нейронов, синтезирующих тиреотропин-рилизинг-гормон у крыс.
Neurosci Lett
324
:
69
—
73
31
Wittmann
G
,
Липозиты
Z
,
Lechan
RM
RM
Медуллярные адренергические нейроны участвуют в регулируемой кокаином и амфетамином иммунореактивной иннервации нейронов, синтезирующих тиреотропин-рилизинг-гормон, в паравентрикулярном ядре гипоталамуса.
Brain Res
1006
:
1
—
7
32
Fekete
C
,
Kelly
J
,
Mihaly
E
,
000
Sarkar4000 WM
,
Legradi
G
,
Emerson
CH
,
Lechan
RM
2001
Нейропептид Y оказывает центральное ингибирующее действие на гипоталамо-гипофизарно-тироидную ось.
Эндокринология
142
:
2606
—
2613
33
Sarkar
S
,
Lechan
RM
2003
Стимулирующий гормон альфа-цитоциклинов Yte снижает центральное введение α-цито-мелантозного гормона Yte. Фосфорилирование аденозин-5′-монофосфатного связывающего белка элемента ответа (CREB) в нейронах протиротропин-рилизинг-гормона и увеличивает фосфорилирование CREB в нейронах кортикотропин-рилизинг-гормона в паравентрикулярном ядре гипоталамуса.
Эндокринология
144
:
281
—
291
34
Агнати
LF
,
Fuxe
K
,
Бенфенати
F
000
,
,
,
Tatemoto
K
,
Hokfelt
T
,
Mutt
V
1983
Селективность нейропептида Y in vitro увеличивает количество α2-адренергических связывающих участков мембран продолговатого мозга .
Acta Physiol Scand
118
:
293
—
295
35
Lechan
RM
,
Fekete
C
интегратор 2006
lam
Энергетический метаболизм TRHha.
Prog Brain Res
153
:
209
—
235
36
Wiersinga
WM
,
Boelen
A
1996
Болезнь щитовидной железы при не тироидном обмене веществ.
Curr Opin Endocrinol Diabetes
3
:
422
—
427
37
De Groot
LJ
1999
Опасные медицинские догмы: синдром не щитовидной железы.
J Clin Endocrinol Metab
84
:
151
—
164
38
Legradi
G
,
Emerson
CH
,
Ahima
RS
, Ahima
RS
RM
1997
Лептин предотвращает индуцированное натощак подавление рибонуклеиновой кислоты-мессенджера протиротропин-рилизинг-гормона в нейронах паравентрикулярного ядра гипоталамуса.
Эндокринология
138
:
2569
—
2576
39
Mihaly
E
,
Fekete
C
,
Legradi
G
000
000
0004 Legradi Нейроны дорсомедиального ядра иннервируют нейроны, синтезирующие тиреотропин-рилизинг-гормон, в паравентрикулярном ядре.
Brain Res
891
:
20
—
31
40
Fliers
E
,
Noppen
NW
,
Wiersinga
WM
Visersinga
WM
, 9000a4 Vis DF
1994
Распределение клеток и волокон, содержащих тиреотропин-рилизинг-гормон (TRH), в гипоталамусе человека.
J Comp Neurol
350
:
311
—
323
41
Guldenaar
SE
,
Veldkamp
B
,
Bakker
ersa
DF
,
Fliers
E
1996
Экспрессия гена тиротропин-рилизинг-гормона в гипоталамусе человека.
Brain Res
743
:
93
—
101
42
Lazar
MA
1993
Рецепторы тироидных гормонов: множественные формы, множественные возможности.
Endocr Ред.
14
:
184
—
193
43
Брэдли
DJ
,
Тоул
HC
,
Янг 3-й
WS
тиреоид экспрессия гена рецептора (TR) во время слухового нейрогенеза: доказательства регуляции транскрипции, специфичной для изоформ TR, in vivo.
Proc Natl Acad Sci USA
91
:
439
—
443
44
Hodin
RA
,
Lazar
MA
,
DS Wintman
Darling
BI Koenig
RJ
,
Larsen
PR
,
Moore
DD
,
Chin
WW
1989
Идентификация рецептора тироидного гормона, специфичного для гипофиза.
Science
244
:
76
—
79
45
Puymirat
J
,
Miehe
M
,
Marchand
R
000
000
000 Dault4000
000 Sarl
1991
Иммуноцитохимическая локализация рецепторов тироидных гормонов в головном мозге взрослых крыс.
Щитовидная железа
1
:
173
—
184
46
Alkemade
A
,
Friesema
EC
,
Unmehopa
9000O4 UA
000 B
000
UA
000
,
Leonard
JL
,
Wiersinga
WM
,
Swaab
DF
,
Visser
TJ
,
Fliers
E
гормоны щитовидной железы человека гипоталамус.
J Clin Endocrinol Metab
90
:
4322
—
4334
47
Guissouma
H
,
Froidvaux
MS
,
2006 Hassani
000
000
000
000 BA
Доставка siRNA in vivo в гипоталамус мыши подтверждает различные роли изоформ TRβ в регуляции транскрипции TRH.
Neurosci Lett
406
:
240
—
243
48
Abel
ED
,
Ahima
RS
,
Boers
ME
000
000 Jisford
Elix FE
2001
Критическая роль рецептора тироидного гормона β2 в регуляции паравентрикулярных нейронов тиреотропин-рилизинг-гормона.
J Clin Invest
107
:
1017
—
1023
49
Visser
TJ
2007
Транспортеры тироидных гормонов.
Horm Res
68 (Suppl 5)
:
28
—
30
50
Trajkovic
M
,
Visser
TJ
,
Mittag
J
Lukas
J
,
Darras
VM
,
Raivich
G
,
Bauer
K
,
Heuer
H
2007
метаболизм гормонов абнормального метаболизма тироидных клеток .
J Clin Invest
117
:
627
—
635
51
Dumitrescu
AM
,
Liao
XH
,
Best
TB
000 K
,
S
2004
Новый синдром, сочетающий щитовидную железу и неврологические нарушения, связан с мутациями в гене переносчика монокарбоксилатов.
Am J Hum Genet
74
:
168
—
175
52
Bianco
AC
,
Salvatore
D
,
Gereben
B
000 M
000 Lar
PR
2002
Биохимия, клеточная и молекулярная биология и физиологические роли йодтиронинселенодейодиназ.
Endocr Ред.
23
:
38
—
89
53
Diano
S
,
Нафтолин
F
,
Goglia
F
,
Horvath4 Повышение активности йодтирониндейодиназы типа II и уровней рибонуклеиновой кислоты, вызванное голоданием, не отменяется тироксином в гипоталамусе крыс.
Эндокринология
139
:
2879
—
2884
54
Серрано-Лозано
A
,
Montiel
M
,
Morell
M
a,
Morell
M
a,
Активность 5′-дейодиназы в областях мозга взрослых крыс: модификации в различных ситуациях экспериментального гипотиреоза.
Brain Res Bull
30
:
611
—
616
55
Tu
HM
,
Kim
SW
,
Salvatore
D
000 T
,
Bart
G
,
Larsen
PR
,
Lechan
RM
1997
Региональное распределение рибонуклеиновой кислоты-мессенджера тироксин дейодиназы 2 типа в гипоталамусе и гипофизе крыс и ее регулирование гормоном щитовидной железы.
Эндокринология
138
:
3359
—
3368
56
Diano
S
,
Нафтолин
F
,
Goglia
F
000
CGV4000
1998
Моносинаптический путь между дугообразным ядром, экспрессирующим мРНК йодтиронин-5′-дейодиназы глиального типа II, и срединно-проективными TRH-клетками паравентрикулярного ядра крысы.
J Нейроэндокринол
10
:
731
—
742
57
Fekete
C
,
Legradi
G
,
Mihaly
0005
JB
,
Rand
WM
,
Emerson
CH
,
Lechan
RM
2000
α-Меланоцитстимулирующий гормон содержится в нервных окончаниях, иннервирующих тиреотропин-рилизинг-гормон. паравентрикулярное ядро и предотвращает вызванное голоданием подавление экспрессии гена протиротропин-рилизинг-гормона.
J Neurosci
20
:
1550
—
1558
58
Legradi
G
,
Lechan
RM
1998
Главный внутренний источник нейропептида щитовидной железы является дугообразным ядром нервной системы. — нейроны высвобождающего гормона паравентрикулярного ядра гипоталамуса.
Эндокринология
139
:
3262
—
3270
59
Legradi
G
,
Lechan
RM
1999
Гормональный белок, высвобождающий нервные окончания агути, содержащий гормоны нервных окончаний агути. паравентрикулярное ядро гипоталамуса.
Эндокринология
140
:
3643
—
3652
60
Schneider
MJ
,
Fiering
SN
,
Pallud
SE 9000 AF
9000 St DL
,
Galton
VA
2001
Целенаправленное нарушение гена селенодейодиназы 2 типа (DIO2) приводит к фенотипу устойчивости гипофиза к T 4 .
Mol Endocrinol
15
:
2137
—
2148
61
Dyess
EM
,
Segerson
TP
,
Липоситы
Z
000
000
000
Z MM
,
Wu
P
,
Jackson
IM
,
Lechan
RM
1988
Трийодтиронин оказывает прямое клеточно-специфическое регулирование экспрессии гена тиреотропин-рилизинг-гормона ламуса в паравентрикулярной области гипотрикулярного гена.
Эндокринология
123
:
2291
—
2297
62
Ланглуа
MF
,
Zanger
K
,
Monden
T
,
Wondisford
FE
1997
Уникальная роль изоформы рецептора тиреоидного гормона β-2 в негативной регуляции тироидным гормоном. Картирование нового аминоконцевого домена, важного для лиганд-независимой активации.
J Biol Chem
40
:
24927
—
24933
63
Satoh
T
,
Yamada
M
,
Iwasaki
0004 9000 Mor5
9000 Mori
Отрицательная регуляция гена препротиротропин-рилизинг гормона мышей тироидным гормоном требует дополнительных факторов в сочетании с рецепторами тироидных гормонов.
J Biol Chem
271
:
27919
—
27926
64
Harris
M
,
Aschkenasi
C
,
Elias
CF4000
CF4 9000
EA
,
Bjoorbaek
C
,
Elmquist
JK
,
Flier
JS
,
Hollenberg
AN
2001
транскрипционная регуляция гормонов тиреопропина транскрипционного гормона .
J Clin Invest
107
:
111
—
120
65
Shibusawa
N
,
Hollenberg
AN
,
Wondisford
FE
рецептор тиреоида
требуется как для положительной, так и для отрицательной регуляции генов.
J Biol Chem
278
:
732
—
738
66
Shibusawa
N
,
Hashimoto
K
,
Nikrodhanond
0005
AA4 Liberty
ML
,
Liao
XH
,
Robbins
JT
,
Refetoff
S
,
Cohen
RN
,
Wondisford
FE
в гормональном действии
2003 Связывание с ДНК рецептора тироидного гормона in vivo.
J Clin Invest
112
:
588
—
597
67
Lazar
MA
2003
Действие гормонов щитовидной железы: обязательный договор.
J Clin Invest
112
:
497
—
499
68
Ортига-Карвальо
TM
,
Шибусава
N
,
Никродханонд
A4 Olivedhanond
A4 Machado
DS
,
Liao
XH
,
Cohen
RN
,
Refetoff
S
,
Wondisford
FE
2005
рецептор тиреоидного гормона поверхность.
J Clin Invest
115
:
2517
—
2523
69
Fondell
JD
,
Guermah
M
,
Malik
S
000 R
,
Белки, связанные с рецепторами тироидных гормонов, и общие положительные кофакторы опосредуют функцию рецепторов тироидных гормонов в отсутствие факторов TFIID, связанных с TATA-боксом.
Proc Natl Acad Sci USA
96
:
1959
—
1964
70
Oñate
SA
,
Tsai
SY
,
Tsai
MJ
MJ
1995
Последовательность и характеристика коактиватора суперсемейства рецепторов стероидных гормонов.
Наука
5240
:
1354
—
1357
71
Jeyakumar
M
,
Tanen
MR
,
Bagchi
MK
1997
Функциональная роль рецептора коактиватор-1 в лиганд-индуцированной трансактивации рецептором тироидного гормона.
Mol Endocrinol
6
:
755
—
767
72
Feng
W
,
Ribeiro
RC
,
Wagner
RL
000
JW
,
Fletterick
RJ
,
Baxter
JD
,
Kushner
PJ
,
West
BL
1998
Гормонозависимые гормонозависимые рецепторы, связывающие биоаккумулятор с коактивными рецепторами.
Наука
5370
:
1747
—
1749
73
Weiss
RE
,
Xu
J
,
Ning
G
, 9000’5
Ohlen4000
M, Pohlen4000
BW
,
Refetoff
S
1999
Мыши с дефицитом коактиватора стероидных рецепторов 1 (SRC-1) устойчивы к тироидным гормонам.
EMBO J
18
:
1900
—
1904
Авторские права © 2009 Общество эндокринологов
G ATA2 опосредует негативную регуляцию гена препротиротропин-рилизинг-гормона с помощью лигандированного Т3-рецептора β2 в паравентрикулярном ядре гипоталамуса крысы
Abstract
Гормон щитовидной железы (Т3) подавляет синтез тиреотропин-рилизинг-гормона (TRH) в паравентрикулярном ядре гипоталамуса (PVN).Хотя известно, что рецептор Т3 (TR) β2 опосредует негативную регуляцию гена препро-TRH, его молекулярный механизм остается неизвестным. Наши предыдущие исследования T3-зависимой негативной регуляции гена субъединицы тиреотропина β (TSHβ) предполагают, что существует механизм привязки, посредством которого лигандированный TRβ2 вмешивается в функцию фактора транскрипции, GATA2, критического активатора гена TSHβ. Интересно, что факторы транскрипции Sim1 и Arnt2, детерминанты дифференцировки PVN в гипоталамусе, как сообщается, индуцируют экспрессию TRβ2 и GATA2 в культивируемых нейрональных клетках.Здесь мы подтвердили экспрессию белка GATA2 в нейроне TRH крысиного PVN с помощью иммуногистохимии с антителом против GATA2. Согласно экспериментальному исследованию на трансгенных мышах, область промотора крысиного препро-TRH из nt. -547 в нт. +84 был способен опосредовать свою экспрессию в PVN. Мы сконструировали репортерный ген хлорамфениколацетилтрансферазы (CAT), содержащий эту промоторную последовательность (rTRH (547) -CAT), и показали, что GATA2 активирует промотор в клетках CV1, полученных из почек обезьяны.Анализы делеций и мутаций идентифицировали функциональный GATA-чувствительный элемент (GATA-RE) между nt. -357 и nt. -352. Когда TRβ2 коэкспрессировался, T3 снижал GATA2-зависимую активность промотора примерно до 30%. Неожиданно Т3-зависимая негативная регуляция сохранялась после мутации указанного негативного Т3-чувствительного элемента, сайт 4. Т3 также ингибировал GATA2-зависимую транскрипцию, усиленную агонистом цАМФ, 8-бром-цАМФ. Известно, что линия клеток медуллярной карциномы щитовидной железы крысы, СА77, экспрессирует мРНК препроТРГ.Используя анализ иммунопреципитации хроматина с этой линией клеток, в которую была трансфицирована экспрессионная плазмида GATA2, мы наблюдали распознавание GATA-RE GATA2. Мы также подтвердили связывание GATA2 с помощью анализа сдвига геля с зондом для GATA-RE. В клетках CA77 активность rTRH (547) -CAT усиливалась сверхэкспрессией GATA2 и подавлялась Т3-зависимым образом. Эти результаты предполагают, что GATA2 трансактивирует ген препро-TRH крысы и что лиганд TRβ2 препятствует этой активации посредством механизма привязки, как в случае гена TSHβ.
Образец цитирования: Kuroda G, Sasaki S, Matsushita A, Ohba K, Sakai Y, Shinkai S, et al. (2020) G ATA2 опосредует негативную регуляцию гена препротиротропин-рилизинг-гормона с помощью лигандированного Т3-рецептора β2 в паравентрикулярном ядре гипоталамуса крысы. PLoS ONE 15 (11):
e0242380.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0242380
Редактор: Хироёши Арига, Хоккайдо Дайгаку, ЯПОНИЯ
Поступило: 14 августа 2020 г .; Принята к печати: 31 октября 2020 г .; Опубликовано: 17 ноября 2020 г.
Авторские права: © 2020 Kuroda et al.Это статья в открытом доступе, распространяемая в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution License, которая разрешает неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии указания автора и источника.
Доступность данных: Все соответствующие данные находятся в документе и его вспомогательных информационных файлах.
Финансирование: Эта работа была частично поддержана грантом на научные исследования SS от Министерства образования, культуры, спорта, науки и технологий Японии (номер гранта 15K09425, URL: https: // nrid .nii.ac.jp/ja/nrid/1000020303547/). Спонсор не имел никакого отношения к дизайну исследования, сбору и анализу данных, принятию решения о публикации или подготовке рукописи.
Конкурирующие интересы: Авторы заявили, что никаких конкурирующих интересов не существует.
Введение
Ось гипоталамус-гипофиз-тироид (H-P-T) играет центральную роль в поддержании гомеостаза тироидных гормонов [1–4]. Сигналы после приема пищи и воздействия холода модулируют уровень выработки тиреотропин-рилизинг-гормона (TRH) в паравентрикулярном ядре гипоталамуса (PVN), что приводит к точной настройке регуляции выработки тиреотропина (тиреотропин-стимулирующего гормона, TSH) в переднем отделе желудочка. гипофиз.TRH кодируется геном препро-TRH, который посредством нескольких стадий процессинга генерирует зрелый TRH, который состоит из 3 аминокислотных остатков (пиро-Glu-His-Pro-NH 2 ). Экспрессия препро-TRH негативно регулируется лигандом Т3-рецептора (TR) на уровне транскрипции [5]. TR кодируются генами TRα и TRβ [6]. МРНК TRα1 и TRα2 генерируются посредством альтернативного сплайсинга гена TRα, в то время как использование различных промоторов в TRβ генерирует мРНК TRβ1 и TRβ2.Среди этих TR, T3 связывает TRα1, TRβ1 и TRβ2, но не TRα2. Экспрессия TRβ2 специфична для гипоталамуса, гипофиза, сетчатки и внутреннего уха. Поскольку репрессия гена препро-TRH с помощью T3 улучшается у мышей с нокаутом TRβ2 (KO), считается, что TRβ2 опосредует негативную регуляцию этого гена с помощью T3 [7]. Однако механизм, с помощью которого связанный TRβ2 ингибирует экспрессию препро-TRH, все еще остается неясным [1, 8].
Напротив, молекулярный механизм, лежащий в основе активации транскрипции целевого гена Т3 (положительная регуляция), был подробно выяснен [6].В генах, которые позитивно регулируются T3, TR гетеродимеризуются с ретиноидным X-рецептором (RXR) на T3-чувствительном элементе (TRE). Типичные TRE имеют структуру прямого повтора 4 (DR4), которая состоит из тандемного повтора двух коротких последовательностей ДНК (AGGTCA), известных как полусайт, разделенных четырьмя нуклеотидами (спейсер). Чувствительные элементы рецептора витамина D3 (VDR) и рецептора ретиноевой кислоты (RAR) имеют аналогичную конфигурацию, за исключением того, что количество спейсерных нуклеотидов составляет 3 и 5 соответственно (правило 3-4-5) [9].В отсутствие T3 гетеродимер RXR-TR рекрутирует корепрессоры, которые связываются с гистондеацетилазой, что приводит к репрессии транскрипции. В присутствии T3 этот гетеродимер рекрутирует семейство коактиваторов стероидных рецепторов (SRC), которые связываются с гистоновыми ацетилтрансферазами (HAT), включая цАМФ-чувствительный элемент, связывающий белок-связывающий белок (CBP) или p300, что приводит к активации транскрипции.
Как упоминалось выше, TRH стимулирует экспрессию ТТГ тиреотрофом в передней доле гипофиза [10].ТТГ представляет собой гетеродимер с α (хорионический гонадотропин α, CGA) и β-субъединицей (TSHβ). Последний определяет гормональную специфичность ТТГ. Как и в случае гена препро-TRH, оба гена негативно регулируются лигандом TR [8]. Для генов TSHβ наличие отрицательного TRE (nTRE) постулируется как аналог TRE в положительно регулируемых генах [6]. Клинически взаимосвязь между положительной и отрицательной регуляцией кажется зеркальным отражением [11, 12]. Если это верно на молекулярном уровне, можно предположить, что эти гены могут активироваться нелигандированными TR в противоположность лигандированным TR.Основываясь на этом предположении, было проведено исследование делеции промотора человеческого TSHβ с человеческими клетками 293 (HEK293), полученными из почек, и nTRE был представлен как последовательность ДНК, которая необходима для активации в отсутствие T3 [13]. Эта последовательность, GGGTCA, расположена непосредственно ниже сайта начала транскрипции (TSS) и подобна полусайту TRE, обнаруженному в положительно регулируемых генах. В гене TSHβ эта последовательность считается nTRE [14].
По аналогии с nTRE в гене TSHβ, nTRE также постулировался в гене препро-TRH.Использование гена люциферазы светлячка (FFL), слитого с промотором человеческого препро-TRH, содержащим nt. -150 в нт. +55, Холленберг и др. [15] сообщили, что перевернутый одиночный полусайт (TGACCT), обозначенный как сайт 4, может функционировать как nTRE. По мнению авторов, его мутация нарушила кратную репрессию (активность FFL в отсутствие T3, деленная на активность в присутствии T3) этого репортерного гена. Сайт 4 расположен по адресу nt. От -60 до нт. -55 у человека (нуклеотиды -59 до нуклеотидов -52 у крыс) и высоко консервативны среди видов [16].Хотя многие исследователи признали физиологическую значимость сайта 4 [2–4, 17–19], модель на основе nTRE поднимает некоторые критические вопросы [8]. Во-первых, как описал Холленберг [1], трудно объяснить, как коактиваторы и / или корепрессоры ведут себя после связывания T3 с TRβ2 на nTRE. Во-вторых, при положительной регуляции количество нуклеотидов спейсера определяет, какой ядерный рецептор гормона (т.е. TR, VDR и RAR) димеризуется с RXR на родственном ответном элементе [9]. Однако nTRE в генах TSHβ [13] и сайте 4 [15], по-видимому, является одним полусайтом.Если это так, то специфичность рецептора трудно объяснить [8]. Недавний полногеномный анализ скорее показал, что один полусайт может опосредовать положительную регуляцию в комбинации с другим полусайтом, расположенным в дистальном положении [20]. Наконец, следует отметить, что в первоначальном отчете о nTRE в промоторе TSHβ использовались клетки HEK293, и что нет описания использования экспрессионной плазмиды TR для клеток млекопитающих [13]. Однако в последующих исследованиях сообщается, что эндогенный TR в этих клетках отсутствует [21, 22].Холленберг и др. предположил, что необходимо подтвердить, действительно ли сайт 4 опосредует T3-зависимую негативную регуляцию in vivo. В последующем исследовании они предположили возможность того, что сайт 4 может функционировать как цАМФ-чувствительный элемент (CRE) [23].
Если активность промотора TSHβ поддерживается нелигандированным TR, она должна быть снижена у мышей TR-KO независимо от уровней T3. Однако экспрессия ТТГβ у этих животных повышена [24, 25]. Таким образом, нелигандированные TR не являются активатором гена TSHβ.Это означает, что (i) на молекулярном уровне T3-зависимая негативная регуляция не является зеркальным отражением позитивной регуляции [26], (ii) присутствие nTRE должно быть пересмотрено, и (iii) транскрипция ТТГβ у тиреотрофов поддерживается фактором (ами), отличным от не лигандированных TR [8]. GATA2 и Pit1 — факторы транскрипции, которые определяют дифференцировку тиреотрофов в передней доле гипофиза и активируют промотор TSHβ [27]. Мы обнаружили, что ингибирование Т3 легко наблюдается при использовании промотора TSHβ, слитого с репортерным геном хлорамфениколацетилтрансферазы (CAT) в клетках CV1 почки обезьяны [28], котрансфицированных GATA2, Pit1 и TR [26].Как и предполагалось, не связанный с лигандом TR не смог активировать промотор TSHβ в отсутствие Pit1 и GATA2 [26]. Поскольку клетки CV1 часто использовались в исследованиях T3-зависимой позитивной регуляции [9], наши результаты показали, что специфический для гипофиза фактор, отличный от GATA2, Pit1 и TR, может не быть необходимым для опосредования T3-зависимой репрессии. Мы также обнаружили, что сообщаемый nTRE [13, 14] является необязательным для T3-зависимого ингибирования промотора TSHβ, пока эти три фактора транскрипции экспрессируются совместно [29].В растворе и на GATA-чувствительных элементах (GATA-RE) промоторной ДНК TSHβ мы обнаружили белок-белковое взаимодействие TRβ2 с GATA2 [29]. Итак, мы предположили, что лигандированные TR ингибируют промотор TSHβ посредством взаимодействия между его ДНК-связывающим доменом и GATA2 (привязка), но не посредством прямого связывания с ДНК nTRE [8, 29].
Важно отметить, что мыши TRβ2-KO также не показали снижения экспрессии препро-TRH [7], предполагая, что нелигандированный TRβ2 не является необходимым для поддержания экспрессии гена препро-TRH.Следовательно, физиологическая значимость сайта 4 также должна быть пересмотрена. Как упоминалось выше, известно, что ген препро-TRH крысы активируется сигналами от множественных мембранных рецепторов через родственные факторы транскрипции, включая CREB, KLF10 / TIEG1, STAT3, SP-1 и AP-1 [1–4]. С другой стороны, два фактора транскрипции, Sim1 и Arnt2, как сообщается, важны для дифференцировки PVN в гипоталамусе [30]. Интересно, что экспрессия GATA2, а также TRβ2 индуцируется, когда Sim1 и Arnt2 стабильно экспрессируются в линии нейрональных клеток Neuro-2a [31].Мы предположили, что, как и в случае TSHβ в гипофизе [29], TRβ2 и GATA2 могут играть роль в T3-зависимой негативной регуляции этого гена в PVN. Здесь мы сообщаем, что (i) белок GATA2 экспрессируется в нейроне TRH крысиного PVN, (ii) функциональный GATA-RE, dr-GATA, расположен между nt. -357 и nt. -352 в промоторе препро-TRH крысы, (iii) лигандированный TRβ2 ингибирует GATA2-индуцированную транскрипционную активность этого гена, и (iv) при мутации сайта 4 сохраняется Т3-зависимая негативная регуляция, хотя базальная транскрипционная активность снижается. .
Материалы и методы
Животные
Это исследование проводилось в соответствии с руководящими принципами Японского физиологического общества по уходу за животными и проводилось в строгом соответствии с протоколами, утвержденными Комитетом по институциональному уходу и использованию животных Медицинской школы Университета Хамамацу, Хамамацу, Япония (номер одобрения; h38–053). ). Десять крыс Wistar (самцы шестинедельного возраста) были получены от SLC Co. Ltd, Сидзуока, Япония. Эти крысы имели свободный доступ к пище и воде и содержались в условиях, контролируемых температурой (23 ± 2 ° C) и освещением (12 часов света, 12 часов темноты; свет включался в 07:00).Эвтаназия была проведена путем передозировки пентобарбитала натрия, и были приложены все усилия, чтобы свести к минимуму страдания.
Препарат ткани для иммуногистохимии
Клетки
CV1 высевали на культуральную оболочку (13 мм, PLL-Cort C1100, Мацунами, Япония) и трансфицировали плазмидой экспрессии GATA2 мыши (pCDNA3-mGATA2) или пустым вектором с использованием липофектаминового реагента. После промывания физиологическим раствором с фосфатным буфером (PBS) клетки фиксировали 4% параформальдегидом (PFA) / PBS в течение 15 минут при комнатной температуре.Фиксированные клетки промывали PBS и повышали проницаемость в 0,3% Triton-X 100 / PBS в течение 5 мин. Затем клетки инкубировали с блокирующим раствором, содержащим 1% ослиной сыворотки в 0,1% Triton-X 100 / PBS, в течение 30 мин при комнатной температуре с последующей инкубацией 0,1% первичного тельца анти-GATA2 (B9922A, Perseus Proteomics, Япония [32]). / 0,1% Triton-X 100 / PBS в течение ночи при 4 ° C. После промывки клетки инкубировали с 0,2% вторичными антителами против мышиного IgG Alexa Fluor 488 (Thermo Fisher Scientific) в течение 30 минут при комнатной температуре с последующим окрашиванием 4 ‘, 6-диамидино-2-фенилиндолом (DAPI).Изображения были получены с использованием флуоресцентного микроскопа. Крыс анестезировали и внутрисердечно перфузировали 4% PFA / PBS в течение 5 минут. Мозг препарировали, затем фиксировали 4% PFA / PBS в течение 30 минут, затем инкубировали с 15% сахарозой в течение ночи. Затем образцы мозга инкубировали с 30% сахарозой в течение ночи при 4 ° C. После иммерсионной фиксации мозг замораживали при -80 ° C. Затем корональные срезы криостата размером 20 мкм промывали PBS. Эндогенную пероксидазу гасили 0,3% H 2 O 2 в метаноле в течение 20 минут при комнатной температуре.После промывания PBS срезы подвергали проницаемости в 0,3% Triton-X 100 / PBS в течение 3 минут. Для усиления реакции антиген-антитело использовали Histo VT One в соответствии с инструкциями производителя (Nacalai Tesque, INC, Япония). Затем срезы инкубировали с блокирующим раствором, содержащим 3% бычий сывороточный альбумин (BSA) в 0,1% Triton-X 100 / PBS в течение 30 минут при комнатной температуре с последующей инкубацией с 0,2% первичными антителами против TRH кролика (11170, Progen Biotechnic, Германия, добрый подарок от Тошихико Яда, Медицинский университет Дзичи, Япония) / 0.1% Triton-X 100 / PBS и 0,1% первичных антител против GATA2 мыши (B9922A) / 0,1% Triton-X 100 / PBS в течение ночи при 4 ° C. О специфичности первичных антител против кроличьего TRH сообщалось где-то [33–35]. После инкубирования срезов с конъюгированным с пероксидазой хрена (HRP) вторичным антителом против кролика (DAKO, Дания) их промывали буфером NTMT (100 мМ NaCl, 100 мМ TrisHCl pH 9,5, 50 мМ MgCl 2 , 0,1% Tween20) и инкубировали с конъюгированным с щелочной фосфатазой (ALP) вторичным антителом против мыши (Jackson Immuno Research, PA, США) в течение 30 минут при комнатной температуре.Области, обработанные антителами, конъюгированными с HRP и ALP, визуализировали с помощью ImmPACT DAB (DAKO, Дания) и NBT / BCIP (Abcam, Великобритания), соответственно, согласно инструкциям производителя.
Плазмидные конструкции
Репортерный ген, основанный на FFL, может быть искусственно подавлен лигандом TR [36–41]; поэтому мы решили использовать репортерные гены на основе CAT. Промотор крысиного препро-TRH, включая nt. -547 / + 84 был слит с репортерным геном CAT, генерируя rTRH (547) -CAT. Из остова плазмиды в этой конструкции мы удалили AP-1-подобную последовательность, полученную из pUC [26], которая также может опосредовать артефактное ингибирование лигандом TR [42].Делеционные мутанты, Del1, Del2 и Del3, были получены с помощью полимеразной цепной реакции (ПЦР) со следующими праймерами: 5′-праймер для Del1 (5′-CATCTCTAGACTGCAGTCTGCCTTGCCCTCTCCC-3 ‘), Del2 (5′-TGCTTCTAGACTGCAGCATCTTCGTCTGTGCAGCATCTTCGTCGTG и Del3 (5’-GTTCTCTAGACTGCAGTTCTCTTAGTCAACAGACC-3 ‘) и один общий 3′-праймер (3′-AAAAAGATCTCGAGCAGAGCTTTCCAAGATGCTG-5’). Продукты ПЦР расщепляли Pst I и Bgl II и вставляли в rTRH (547) -CAT, который был расщеплен теми же ферментами. Используя сайт-направленный мутагенез, мы мутировали uf-GATG, dr-GATA, uf-GATG плюс dr-GATA и сайт 4 в rTRH (547) -CAT с образованием M1, M2, M3 и сайта 4m соответственно (фиг. 3А и 4Б).Плазмиды экспрессии GATA2 мыши (pcDNA3-mGATA2) были описаны ранее [26]. Мы заменили N-концевой домен TRβ1 человека (pCMX-hTRβ1) [9] на домен TRβ2 человека, чтобы сконструировать плазмиду экспрессии для TRβ2 человека (pCMX-hTRβ2). Все сайты субклонирования и мутированные последовательности были подтверждены секвенированием.
Культура клеток и временная трансфекция
Клетки
CV1 ([28], подарок доктора Сюнсуке Исии (RIKEN Cluster for Pioneering Research, Цукуба, Ибараки, Япония) выращивали в монослойной культуре при 37 ° C в атмосфере CO. 2 / воздух (1:19) в Среда Игла, модифицированная Дульбекко (DMEM), содержащая 10% (об. / Об.) Фетальной телячьей сыворотки (FCS), пенициллин G (100 единиц / мл) и стрептомицин (100 мг / мл).Клетки CA77, полученные из медуллярной карциномы щитовидной железы крысы (CRL-3234; [43]), были приобретены в Американской коллекции типовых культур (VA, США) и содержались в тех же условиях, что и клетки CV1, за исключением использования среды DMEM F-12 вместо DMEM. Все клетки трипсинизировали и высевали в 12-луночные планшеты на 16 ч перед временной трансфекцией. Когда обе клеточные линии достигли 70% слияния на лунку, их трансфицировали с использованием реагента липофектамина в соответствии с инструкциями производителя (Promega, WI, США).После того, как клетки подвергались воздействию липофектамина в течение 24 часов, среду заменяли свежей средой, содержащей 5% (об. / Об.) FCS, обедненной тироидным гормоном, или средой с добавлением Т3 (0–100 нМ) или 8-бром-цАМФ (1 мМ ). После инкубации в течение дополнительных 24 ч клетки собирали. Активность CAT нормализовали по активности β-галактозидазы. Для каждого репортерного анализа мы проводили трансфекцию pCMV-CAT, величина которой была доведена до значения 100%. Тестирование микоплазмы с помощью набора для обнаружения микоплазм для стандартной ПЦР, VenorGeM Classic (Minerva Biolabs Inc, Хиллсборо, США) показало отрицательный результат на наши клетки CV1 и CA77.
Анализ иммунопреципитации хроматина (ChIP)
Примерно 1 × 10 6 клеток CA77 трансфицировали pcDNA3-mGATA2 и выращивали в 10-сантиметровых чашках. Клетки сшивали формальдегидом (конечная концентрация 1%) в течение 10 мин при комнатной температуре. После прекращения сшивания добавлением глицина (конечная концентрация 0,125 М) клетки дважды промывали ледяным PBS и собирали центрифугированием. Осадки клеток ресуспендировали в 200 мкл буфера для лизиса додецилсульфата натрия (SDS) (50 мМ Tris-HCl, 10 мМ EDTA, 1% SDS, 0,05 мМ).5 мМ фенилметилсульфонилфторид, 2 мкг / мл лейпептина, 2 мкг / мл апротинина) и инкубировали в течение 15 мин на льду. Образцы обрабатывали ультразвуком 3 раза по 10 с каждый и центрифугировали при 14000 об / мин при 4 ° C. Супернатанты разводили в 10 раз буфером для разведения ChIP (50 мМ Tris-HCl, 167 мМ NaCl, 1,1% Triton X-100, 0,11% дезоксихолат натрия (DOC)) с добавлением ингибиторов протеаз. Растворы хроматина (2 мл) предварительно очищали 60 мкл суспензии 50% -ного белка G-сефарозы / ДНК спермы лосося (Upstate Biotechnology, Лейк-Плэсид, Нью-Йорк, США) и инкубировали с 4 мкл антисыворотки против GATA2 (B9922A) в течение ночи при 4 ° C. ° C.Иммунопреципитированные белки выделяли с помощью 20 мкл 50% белка G-сефарозы / ДНК спермы лосося через 2 часа и промывали буфером с низким содержанием соли (50 мМ трис-HCl, 150 мМ NaCl, 1 мМ EDTA, 1% Triton X-100, 0,1% SDS, 0,1% DOC). Гранулы промывали высокосолевым буфером (50 мМ Трис-HCl, 500 мМ NaCl, 1 мМ ЭДТА, 1% Тритон X-100, 0,1% SDS, 0,1% DOC), а затем одну промывку промывным раствором LiCl (10 мМ Трис-HCl, 250 мМ LiCl, 1 мМ ЭДТА, 0,5% Nonidet P-40, 0,5% DOC) и две промывки трис-ЭДТА. Комплексы белок-ДНК элюировали в буфере для элюции (10 мМ Трис-HCl, 300 мМ NaCl, 5 мМ ЭДТА, 0.5% SDS), а сшивание инкубировали при 65 ° C в течение 4 часов. ДНК экстрагировали с использованием фенол-хлороформ-изоамилового спирта (25: 24: 1) и осаждали 20 мкг гликогена в качестве носителя. Затем образцы растворяли в 20 мкл ТЕ. Используя набор SYBR Green I и Light Cycler (Roche Diagnostics, Mannheim, Germany), осажденную этанолом ДНК количественно определяли с помощью ПЦР в реальном времени с праймерами, предназначенными для включения dr-GATA в промотор TRH крысы (прямой праймер: 5′- GTGACACAGTCAAGCCCAGA-3 ‘, обратный праймер: 5′-GAGTAGTCCGCGATGGAAAG-3’).Условия термоциклирования были следующими: 10 мин при 95 ° C, затем 40 циклов по 10 с денатурация при 95 ° C, 10 с отжиг при 62 ° C и 7 с удлинение при 72 ° C. Сигналы ПЦР анализировали с помощью программного обеспечения Light Cycler версии 3.5 (Roche Diagnostics, Мангейм, Германия).
Анализ сдвига геля
Двухцепочечные олиго-ДНК для dr-GATA (зонд drG, смысл; 5′-AGATGCCACAAGTCCCTATCTCCTTTATTTTGCTGC-3 ‘и антисмысловой; 5′-GCAGCAAATAAAGGAGATAGGGACTTGTGGCATCT-3’, подчеркнутый с использованием P-929 -2938, подчеркнутый: GATA-9 -2938 с RE-938, подчеркнутый) Полинуклеотидкиназа Т4 (Toyobo, Токио, Япония).Клетки CV1 трансфицировали pcDNA3-mGATA2 (15 мкг на чашку 10 см). После инкубации в течение 24 ч клетки собирали и получали ядерные экстракты, как описано ранее. 32 P-меченный зондированный dr-GATA и 2 мкг ядерных экстрактов инкубировали в течение 30 мин на льду в 20 мкл связывающего буфера, содержащего 10 мМ трис-HCl (pH 7,6), 50 мМ KCl, 0,05 мМ EDTA, 2,5 мМ. MgCl2, 8,5% (об. / Об.) Глицерина, 1 мМ дитиотреитола, 0,5 мкг / мл поли (dI-dC), 0,1% TritonX-100 и 1 мг / мл обезжиренного сухого молока. Комплексы ДНК-белок разделяли электрофорезом в 5% (мас. / Об.) Полиакриламидном геле при 150 В в течение 180 мин при 4 ° C.Для анализа суперсдвига к реакционной смеси связывания добавляли антитела против GATA2 (B9922A). Гель сушили и меченые полосы визуализировали с помощью системы авторадиографии FLA-3000 (Fuji Film, Токио, Япония).
Вестерн-блоттинг
Целые экстракты клеток CA77 (299–598 мкг / чашку) или клеток CV1 (114 мкг / чашку), трансфицированных человеческим TRβ2, фракционировали (20 или 40 мкл / дорожка) электрофорезом в SDS-полиакриламидном геле (SDS-PAGE), и затем подвергали вестерн-блоттингу с антителом, распознающим TRα, β1 и β2 (sc-32754, Santa Cruz Biotechnology Inc., Санта-Крус, Калифорния).
Статистический анализ
Каждый анализ CAT-репортера проводили в двух экземплярах три раза, и каждый результат выражали как среднее значение ± стандартная ошибка (S.E.). Достоверность исследовали с помощью дисперсионного анализа (ANOVA) и критерия наименьшей значимой разницы с защитой Фишера с использованием EZR ver. 3.6.3 [44]. Значение P <0,05 считалось статистически значимым.
Результаты
Sim1 и Arnt2 являются детерминантами дифференцировки PVN в гипоталамусе [45, 46].Предыдущие исследования показали, что их стабильная экспрессия индуцирует экспрессию TRβ2 и GATA2 в нейрональных клетках Nuero2a [31]. Для исследования экспрессии белка GATA2 в нейронах TRH крысиного PVN мы использовали антитело против GATA2 [10, 29, 32]. Как показано на фиг. 1A-a и 1A-c, присутствие белка GATA2 было обнаружено этим антителом в ядрах клеток CV1, трансфицированных плазмидой экспрессии GATA2, но не в ядрах с пустым вектором. Количество ядер клеток было сопоставимым между этими чашками (рис. 1A-b и 1A-d).Как показано на фиг. 1В, замороженные срезы мозга взрослых самцов крыс иммуногистохимически окрашивали первичным антителом против TRH, а затем вторичным антителом, конъюгированным с HRP. Известно, что это первичное антитело способно обнаруживать экспрессию TRH в PVN [33, 34] и среднюю возвышенность, где транспортируется TRH [35]. Как показано на фиг. 1B-a, 1B-b и 1B-c, мы обнаружили TRH-положительные клетки (коричневые в цитоплазме) в областях, соответствующих PVN. Используя срезы PVN, мы также наблюдали многочисленные клетки, ядра которых были окрашены в синий цвет первичным антителом против GATA2 и вторичным антителом, конъюгированным с ALP (рис. 1B-d, 1B-e и 1B-f).Наконец, двойное иммуноокрашивание с использованием антител против TRH и против GATA2 показало, что ядра TRH-положительных нейронов (коричневые в цитозоле) также были GATA2-положительными (синие в ядрах), что свидетельствует об экспрессии белка GATA2 в нейронах TRH (рис. 1C-a, 1C-b и 1C-c).
Рис. 1. Белок GATA2 экспрессируется в нейронах TRH в PVN гипоталамуса крысы.
(A) Специфичность антитела против GATA2. Клетки CV1 трансфицировали пустым вектором (a и b) или плазмидой экспрессии GATA2 мыши (c и d).Эти клетки окрашивали 0,1% антителом против GATA2 (B9922A, Perseus Proteomics, Япония) (a и c) или DAPI (b и d). Несколько GATA2-положительных клеток были обнаружены в (c), но не в (a), в то время как количество ядер, окрашенных DAPI, было сопоставимым между (b) и (d). Эффективность трансфекции составляла приблизительно 5% (сравните c и d). (B) (a, b и c) Иммуногистохимическое окрашивание PVN крысы 0,2% антителом против TRH. Увеличение: × 10 (а), × 40 (б) и × 100 (в). Цитоплазмы окрашены в коричневый цвет (открытая стрелка).Области, выделенные рамкой на (a) и (b), были увеличены на (b) и (c) соответственно. (d, e и f) Иммуногистохимическое окрашивание PVN крысы 0,1% антителом против GATA2 мыши. Увеличение: × 10 (d), × 40 (e) и × 100 (f). Ядра были сильно окрашены в синий цвет (сплошная стрелка). Области, выделенные рамкой на (d) и (e), были увеличены на (e) и (f), соответственно. (C) Иммуногистохимическое двойное окрашивание PVN крысы 0,2% антителом против TRH и 0,1% антителом против GATA2 мыши (a, b и c). Увеличение: × 10 (а), × 40 (б) и × 100 (в).Цитоплазма TRH-нейрона окрашивалась в коричневый цвет с помощью антитела против TRH (открытая стрелка), а ядра окрашивались в синий цвет с помощью антитела против GATA2 мыши (сплошная стрелка). Области, выделенные рамкой на (a) и (b), были увеличены на (b) и (c) соответственно.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0242380.g001
Balkan et al. [47] сообщили, что последовательность из nt. -547 в нт. +84 гена препро-TRH крысы опосредует транскрипционную активность в гипоталамусе, тогда как последовательность между нуклеотидами.-776 и nt. -548 может иметь эффект глушителя. Таким образом, мы сконструировали rTRH (547) -CAT (рис. 2A) путем объединения последовательности между nt. -547 и nt. +84 из промотора препро-TRH крысы с репортерным геном CAT. Поскольку сайт AP-1, полученный из pUC, может опосредовать артефактное ингибирование лигандом TR [42], эта последовательность была удалена из rTRH (547) -CAT. Этот репортерный ген котрансфицировали в клетки CV1 с плазмидой экспрессии GATA2 мыши. Как показано на фиг. 2B, rTRH (547) -CAT сильно активировался GATA2 мыши дикого типа.Ранее мы сообщали, что мутант GATA2, C349A, в котором цистеин в кодоне 349 в его ДНК-связывающем домене был заменен на аланин (рис. 2В, вставка), не смог активировать промотор TSHβ [10, 29]. Как и ожидалось, этот мутант GATA2 снова не смог усилить промотор препроТРГ. Эти данные свидетельствуют о наличии функционального GATA-RE. Поскольку GATA2 часто распознает повторяющиеся последовательности, содержащие последовательность GAT [48, 49], мы провели компьютерный поиск последовательности между nt. -547 и nt.+84. Мы обнаружили две последовательности-кандидата, которые также могут распознаваться GATA2: восходящая последовательность находится в прямом направлении (uf-GATG), а нисходящая последовательность — в обратном направлении (dr-GATA). Наш делеционный анализ rTRH (547) -CAT (рис. 2C) показал, что Del3 и Del4, но не Del1 и Del2, отменяют активность промотора. Мы мутировали uf-GATG и / или dr-GATA (рис. 3A) и наблюдали, что мутация dr-GATA значительно снижает транскрипционную активность rTRH (547) -CAT, предполагая, что dr-GATA является функциональным GATA-RE (рис. 3B). ).Умеренная активация конструкций M2 и M3 путем котрансфекции с GATA2 предполагала наличие загадочного слабого GATA-RE (ов).
Рис. 2. Ген препро-TRH крысы активируется GATA2.
(A) Промотор препро-TRH крысы (нуклеотиды от -547 до нуклеотидов +84) был слит с геном-репортером CAT для генерации rTRH (547) -CAT, из которого был удален сайт AP-1, полученный из pUC. (см. основной текст). Указана консервативная область среди видов (нуклеотиды -150 до TSS) [16]. Показаны возможные последовательности GATA, прямой GATA в восходящем направлении (uf-GATG) и обратный GATA в нисходящем направлении (dr-GATA).В дополнение к этим последовательностям GATA есть несколько коротких элементов ДНК, которые могут распознаваться различными факторами транскрипции (см. Основной текст). Сайт 4; сообщенный отрицательный T3-чувствительный элемент (nTRE) в промоторе препро-TRH. Мы также создали несколько мутантов с делецией (Del1, Del2, Del3 и Del4) rTRH (547) -CAT. (B) В клетках CV1 CAT-активности rTRH (547) -CAT были усилены трансфекцией плазмиды экспрессии GATA2 мыши (pcDNA3-mGATA2), но не ее мутантом (C349A, вставка). (C) GATA2-зависимая транскрипция была отменена в делеционной конструкции (Del3 и Del4), что свидетельствует о наличии функционального (ых) GATA-RE между нуклеотидами.-400 и нт. -342. Используя метод липофектамина, 2,0 мкг rTRH (547) -CAT (B) или его делеционных мутантов (C) трансфицировали в клетки CV1, которые высевали с плотностью 2 × 10 5 клеток на лунку в шестилуночном планшете. планшет вместе с плазмидами экспрессии для GATA2 или его мутанта (C349A) (0,1 мкг). **, P <0,01 для векторных экспрессионных плазмид по сравнению с GATA2. Активность CAT для pCMV-CAT (5,0 нг / лунку) была принята за 100%. Данные выражены в виде среднего значения ± S.E. от трех до пяти независимых экспериментов.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0242380.g002
Рис. 3. В промоторе препро-TRH крысы нижележащая обратная последовательность GATA (dr-GATA) является функциональной GATA-RE.
(A) Схематическое изображение rTRH (547) -CAT и его мутантов M1, M2 и M3. (B) GATA2-индуцированная транскрипция была значительно снижена мутацией dr-GATA (M2 и M3), но не uf-GATG (M1). Последовательности дикого типа и мутированные последовательности обозначены прописными и строчными буквами соответственно.Используя липофектаминовый метод, 2,0 мкг rTRH (547) -CAT или его мутантов (M1, M2 и M3) трансфицировали в клетки CV1, которые высевали с плотностью 2 × 10 5 клеток на лунку в шестиугольнике. планшет с лунками вместе с плазмидой экспрессии GATA2 (0,1 мкг). **, P <0,01 для векторных экспрессионных плазмид по сравнению с GATA2. Активность CAT для pCMV-CAT (5,0 нг / лунку) была принята за 100%. Данные выражены в виде среднего значения ± S.E. от трех до пяти независимых экспериментов.
https: // doi.org / 10.1371 / journal.pone.0242380.g003
Как мы ранее сообщали, что лигандированные TR мешают транскрипционной активности GATA2 T3-зависимым образом [10, 26, 29], мы протестировали влияние T3 на GATA2-индуцированная промоторная активность гена препроТРГ в присутствии TRβ2 (рис. 4А). Мы обнаружили, что активность rTRH (547) -CAT постепенно снижалась при добавлении увеличивающихся концентраций T3 (0–10 нМ). Это согласуется с нашим предыдущим сообщением о том, что лигандированные TRs вмешиваются в транскрипционную активность GATA2 T3-зависимым образом [10, 29, 49].Затем мы исследовали эффекты мутирующего сайта 4 (сайт 4m, рис. 4B). Хотя базальная транскрипционная активность промотора препро-TRH была снижена примерно на 50% в сайте 4m, T3-зависимое ингибирование GATA2-индуцированной активности сохранялось, что позволяет предположить, что сайт 4 является незаменимым для T3-зависимой негативной регуляции у крыс. ген препро-TRH.
Рис. 4. GATA2-зависимая активация промотора препро-TRH крысы ингибируется лигандом TRβ2, и указанный nTRE, сайт 4, не является обязательным для этого ингибирования.
(A) rTRH (547) -CAT трансфицировали в клетки CV1 экспрессирующими плазмидами GATA2 и TRβ2, и клетки обрабатывали 0-10 нМ Т3. Активность этого репортерного гена снижалась обработкой Т3. *, P <0,05 по сравнению с T3 (-) и **, P <0,01 по сравнению с T3 (-) (B) Сайт 4 в rTRH (547) -CAT был мутирован с образованием сайта 4m. Клетки CV1 трансфицировали этим репортерным геном и плазмидами экспрессии GATA2 и TRβ2, и клетки обрабатывали 10 нМ Т3. На участке 4m базальная активность до лечения Т3 значительно снижена; тем не менее, Т3-зависимая отрицательная регуляция сохранялась.**, P <0,01 по сравнению с T3 (-) и #, P <0,05 по сравнению с rTRH (547) -CAT.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0242380.g004
Известно, что в TRH-нейроне PVN нейрон α-меланоцит-стимулирующего гормона (αMSH) из аркуатного ядра гипоталамуса и катехоламиновый нейрон из ствола мозга стимулируют рецепторы меланокортина 4 и катехоламинов соответственно [1, 3]. Оба сигнальных события активируют протеинкиназу A (PKA) через CRE-связывающий белок (CREB), что приводит к активации гена препро-TRH, предположительно, через CRE1 / 2 и / или CRE2 (рис. 2A).Обработка 1 мМ 8-бром-цАМФ, агониста цАМФ, показала аддитивные эффекты на GATA2-зависимую активность rTRH (547) -CAT (фиг. 5A). Однако в присутствии GATA2 эта активация значительно ингибировалась лигандом TRβ2 (фиг. 5B). Эти результаты показывают, что сигнальный путь PKA может модулировать Т3-зависимую регуляцию отрицательной обратной связи в оси H-P-T.
Рис. 5. Путь передачи сигналов PKA демонстрирует аддитивный эффект на T3-зависимую негативную регуляцию гена preproTRH крысы с помощью T3.
(A) Обработка 1 мМ 8-бром-цАМФ показала аддитивный эффект на GATA2-зависимую активность rTRH (547) -CAT. rTRH (547) -CAT трансфицировали в клетки CV1 с помощью экспрессионной плазмиды GATA2 в присутствии или в отсутствие 8-бром-цАМФ. **, P <0,01 по сравнению с 8-бром-цАМФ (-). #, P <0,05 по сравнению с вектором. (B) GATA2-зависимая активация в присутствии 8-бром-цАМФ (1 мМ) значительно ингибировалась 10 нМ T3 в присутствии TRβ2, что указывает на то, что сигнальный путь PKA может модулировать T3-зависимую регуляцию отрицательной обратной связи ген препро-TRH.**, P <0,01 по сравнению с T3 (-). #, P <0,05 по сравнению с вектором. Экспериментальные процедуры были такими же, как на рис. 2–4, но проводились в присутствии или в отсутствие 8-бром-цАМФ и / или 10 нМ Т3.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0242380.g005
Известно, что линия клеток медуллярной карциномы щитовидной железы крысы CA77 [43] синтезирует TRH [50–52]. По данным Martinez-Armenta et al. [53], член семейства круппелеподобного фактора (KLF) / Sp-1, KLF10 (TIEG1), экспрессируется в клетках CA77 и играет решающую роль в экспрессии гена preproTRH крысы через его сайт связывания KLF (KEM1 , Рис 2А).Поскольку нам не удалось обнаружить экспрессию эндогенного GATA2, мы трансфицировали экспрессионную плазмиду GATA2 в клетки CA77 и выполнили анализы иммунопреципитации хроматина (ChIP) с антителом против GATA2. Используя праймеры, содержащие последовательность dr-GATA (фиг. 6A), мы обнаружили in vivo, связывание GATA2 с этим элементом ДНК (фиг. 6B). Однако сигнал связывания не был статистически значимым из-за больших стандартных отклонений (p = 0,214 для контроля по сравнению с dr-GATA, трансфицированным плазмидой экспрессии GATA2), предположительно из-за гибкого конформационного изменения белка GATA2 после связывания с dr-GATA.Мы провели анализ гелевого сдвига с использованием 32 Р-радиоактивно меченного двухцепочечного олигонуклеотида, включающего dr-GATA (зонд drG) (фиг. 6A), и ядерный экстракт из клеток CV1, трансфицированных плазмидой экспрессии GATA2. Как показано на фиг. 6C, при инкубации белка GATA2 с 32 P-радиоактивно меченным зондом drG была обнаружена единственная полоса. Этот сигнал эффективно конкурировал с 50-кратным избытком холодного зонда drG (дорожка 3), но не его мутантом (зонд М. дорожка 4) или неспецифическим конкурентом (дорожка 5).Кроме того, эта полоса была устранена преинкубацией белка GATA2 с антителом против GATA2 (дорожка 6), как мы ранее показали с GATA-RE в промоторах TSHβ и D2 [10, 49].
Рис. 6. GATA2 распознает последовательность dr-GATA.
(A) Схематическое изображение гена препро-TRH крысы. Указаны положения праймеров для анализа ChIP и олиго-ДНК для анализа сдвига геля (зонд drG и его мутантный зонд M). (B) Типичный результат анализов ChIP с использованием антитела против GATA2 и клеток CA77, трансфицированных GATA2.Данные выражены в виде среднего значения ± S.E. из пяти независимых экспериментов (p = 0,214 для контроля по сравнению с dr-GATA, трансфицированным плазмидой экспрессии GATA2). (C) Анализ сдвига геля с зондом drG и его мутантным зондом M. Одна полоса (стрелка) наблюдалась, когда 32 P-радиоактивно меченный зонд drG инкубировали с ядерным экстрактом клеток CV1, трансфицированных экспрессирующей плазмидой GATA2 мыши. Сигнал специфического связывания (дорожка 2) отменялся 50-кратным количеством холодного зонда drG (дорожка 3), но не зондом М (дорожка 4) или неспецифической двухцепочечной олиго-ДНК (NS, дорожка 5).Сигнал также снижался, когда белок GATA2 был смешан с антителом против GATA2 перед инкубацией с 32 P-радиоактивно меченным зондом drG (суперсдвиг, дорожка 6). Стрелка: бесплатно 32 P-радиоактивный зонд drG.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0242380.g006
Мы обнаружили эндогенную экспрессию TRβ2 в экстрактах целых клеток клеток CA77 с помощью вестерн-блоттинга с антителом, распознающим TRβ2 (рис. 7A). Как показано на фиг. 7B, активность этого промотора усиливалась трансфекцией плазмидой экспрессии GATA2, и она отрицательно регулировалась T3.Т3 не влиял на него при трансфекции пустого вектора.
Рис. 7. Т3-зависимая негативная регуляция промотора препро-TRH крысы может наблюдаться в линии клеток медуллярной карциномы щитовидной железы крысы, СА77, трансфицированных плазмидой экспрессии GATA2.
(A) Эндогенный TRβ2 в клетках CA77 был обнаружен вестерн-блоттингом экстракта цельных клеток клеток CA77 с использованием антитела против TR. В качестве контроля показан экстракт цельных клеток CV1, трансфицированных пустым вектором (дорожка 1), TRβ1 человека (hTRβ1, дорожка 2) или TRβ2 человека (hTRβ2, дорожка 3).Эндогенный TRβ2 крысы (стрелка) детектировали антителом против TR в 299 или 598 мкг / дорожку цельноклеточного экстракта клеток CA77. Считается, что разница в подвижности заключается в разной молекулярной массе TRβ2 человека и крысы. (B) rTRH (547) -CAT трансфицировали плазмидой экспрессии GATA2 мыши в клетки CA77. Наблюдали аддитивный эффект за счет сверхэкспрессии GATA2, и эта активность ингибируется Т3, предположительно через эндогенный TRβ2. *, P <0,05 по сравнению с вектором. **, P <0.01 против T3 (-).
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0242380.g007
Обсуждение
Sim1 и Arnt2 — это два основных фактора транскрипции спираль-петля-спираль / PAS (Per-Arnt-Sim), которые образуют гетеродимеры на энхансере средней линии центральной нервной системы (CME) для контроля дифференцировки нейроэндокринных клонов в гипоталамусе. [30]. Интересно, что SIM1-нулевые мыши демонстрируют гипоцеллюлярность в PVN и супраоптическом ядре (SON) и отсутствие экспрессии TRH, кортикотропин-рилизинг гормона, окситоцина, вазопрессина и соматостатина в этих двух ядрах и в переднем перивентрикулярном ядре.Используя систему Tet-On в клетках Neuro-2a, где Sim1, C-концевой домен которого был заменен доменом активации VP16, можно индуцировать вместе с Arnt2, Liu et al. идентифицировали 268 потенциальных генов-мишеней для гетеродимера Sim1 / Arnt2 [31]. Как упоминалось выше, ген GATA2 включен в дополнение к гену TRβ2. Согласно Liu et al., Предполагаемый CME присутствует в гене TRβ2, но отсутствует в промоторе препроTRH мыши [31]. Хотя присутствие CME в гене GATA2 должно быть исследовано в будущем, следует отметить, что регуляторный механизм гена GATA2 в PVN может отличаться от такового у тиреотрофов, поскольку продукция ТТГ была сопоставима с производством контрольных гипофизов даже в отсутствие Sim1 [30].
Здесь мы подтверждаем присутствие белка GATA2 в нейроне TRH крысиного PVN (рис. 1). Мы также показали, что Т3-зависимая негативная регуляция гена препро-TRH крысы наблюдается даже в клетке CV1, пока GATA2 и TRβ2 экспрессируются совместно (рис. 8). Используя первичную культуру клеток гипоталамуса курицы, Lezoualc’h et al. [54] ранее сообщали, что Т3 ингибирует активность репортерного гена CAT, слитого с промотором препро-TRH крысы между нуклеотидами. -554 и nt. +84, конструкция, аналогичная нашему rTRH (547) -CAT; однако детали его молекулярных механизмов все еще оставались неясными.Поскольку в клетках CV1 отсутствует эндогенный TR [9] или GATA2 [29], наши результаты убедительно свидетельствуют о том, что лигандированный TRβ2 ингибирует GATA2-зависимую транскрипцию гена препро-TRH крысы, предположительно посредством механизма привязки, как мы ранее предполагали для гена TSHβ [8 , 29]. Эта гипотеза подтверждается и другими исследованиями. Во-первых, временной ход повышения уровня мРНК препро-TRH крысы после введения антитироидного препарата точно коррелирует с таковым для мРНК TSHβ [55]. У тиреоидэктомированных крыс экспрессия этих двух генов также повышена, и профили их подавления после лечения Т3 очень похожи [56].Во-вторых, сывороточный ТТГ является наиболее чувствительным параметром функции щитовидной железы, поскольку он экспоненциально уменьшается после линейного увеличения свободного Т4 в сыворотке (лог-линейная зависимость) [57]. Интересно отметить, что количество препро-TRH-положительных клеток в PVN крысы также экспоненциально снижается после линейного увеличения концентрации Т3 в сыворотке [58]. Поскольку ген GATA2 несет в себе несколько GATA-RE и усиливается собственным продуктом трансляции, белком GATA2, его экспрессия регулируется посредством нелинейной регуляции положительной обратной связи [59].Недавно мы обнаружили, что лигандированный TRβ2 подавляет эту ауторегуляцию, приводя к резкому снижению транскрипции GATA2 с помощью Т3 [60]. В-третьих, эстроген умеренно подавляет транскрипцию ТТГβ [14], а также экспрессию гена препро-TRH [61]. Эти находки могут быть объяснены нашим предыдущим наблюдением, что лигандированный рецептор эстрогена α также частично вмешивается в функцию GATA2 посредством механизма привязки [62].
Рис. 8. Схематическое изображение регуляции транскрипции генов крысиного препро-TRH и TSHβ.
В TRH нейроне гипоталамического PVN (вверху) и тиреотрофе передней доли гипофиза (внизу) TRβ2 связывается с областью Zn-пальца GATA2 посредством белок-белковых взаимодействий, что приводит к T3-зависимому вмешательству GATA2-зависимого трансактивация (механизм привязки). Ген препро-TRH активируется множеством факторов транскрипции, стимулированных сигналами рецепторов родственных клеточных мембран (см. Основной текст), что приводит к точной настройке заданного значения оси H-P-T. Пунктирные линии указывают путь передачи сигнала через рецепторы / протеинкиназы клеточных мембран.Хотя сайт 4 является незаменимым для T3-зависимой негативной регуляции гена preproTRH, он может иметь физиологическое значение, по крайней мере, в клетках CV1. В нейроне TRH PVN зрелый TRH (пиро-Glu-His-Pro-NH 2 ) синтезируется с помощью нескольких этапов обработки. У тиреотрофов лигандированный рецептор TRH стимулирует экспрессию генов TSHβ и CGA и секрецию TSH через путь PKC. В гене TSHβ Pit1 защищает функцию трансактивации GATA2 от ингибирующего действия за счет белка, связывающего область супрессора (SRBP) [8].PKC, протеинкиназа C. JAK2, киназа Janus 2. PKA, протеинкиназа A. CA, катехоламин. αMSH, гормон, стимулирующий α-меланоциты. GRE, элемент, реагирующий на глюкокортикоиды. AP-1, сайт связывания AP-1. CRE, c-AMP-отзывчивый элемент. TRH-R, рецептор TRH. α, CGA. β, ТТГβ. nTRE, обнаруженный отрицательный T3-ответный элемент в гене TSHβ.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0242380.g008
Здесь мы обнаружили, что негативная регуляция гена препро-TRH сохраняется даже после мутации сайта 4, когда GATA2 и TRβ2 коэкспрессируются ( Рис 4B).Первоначально о сайте 4 сообщалось по аналогии с nTRE в гене TSHβ, которое было предложено на основании предположения, что нелигандированный TR является активатором транскрипции для этого гена [13]. Однако, как упоминалось выше, это предположение неверно. Хотя точная причина расхождения между нашим исследованием и исходным отчетом о сайте 4 [15] неизвестна, следует отметить, что функция сайта 4 как nTRE была определена с использованием репортерного гена на основе FFL. Когда было сообщено о сайте 4 [15], в статье было высказано предположение, что репортерный ген, основанный на FFL, может опосредовать искусственную негативную регуляцию с помощью T3 [36].В то время было неясно, может ли кДНК FFL сама по себе опосредовать это. Таким образом, анализ FFL использовался во многих исследованиях гена препро-TRH после сообщения о сайте 4 [63–69]. Однако последующий анализ предложил дополнительные доказательства этого артефакта [37-40], и Misawa et al. [41] наконец продемонстрировали, что кДНК FFL сама несет в себе PKC-зависимую энхансерную последовательность, которая ингибируется лигандом TR, как в случае сайта AP-1, полученного из pUC [42]. При анализе промоторов генов эти артефакты могут быть незначительными, если энхансерная активность анализируемых промоторов намного выше, чем активность кДНК FFL или сайта AP-1, полученного из pUC.Однако генетические манипуляции, такие как делеции или мутации, часто снижают их активность. Когда активность модифицированных промоторов снижается ниже активности кДНК FFL или сайта AP-1, происходящего из pUC, активность модифицированных репортерных конструкций может быть искусственно подавлена лигандом TR [8, 41]. Такая путаница может возникать непреднамеренно, когда негативная регуляция с помощью T3 оценивается по кратной репрессии (активность FFL в отсутствие T3, деленная на активность в присутствии T3). В наших текущих и предыдущих исследованиях [10, 26, 29, 49, 70] мы (i) в основном использовали репортерные конструкции на основе CAT, но не FFL, (ii) удалили сайт AP-1, полученный из pUC [42], из их плазмидный каркас, (iii) проанализировали сообщенные nTRE в условиях, когда базальная транскрипционная активность поддерживалась GATA2 (фиг. 4B), и (iv) не зависели от оценки кратной репрессии.
Как показано на рис. 2А и 8, GATA2-зависимая трансактивация гена препро-TRH может быть усилена множеством факторов транскрипции [3]. Например, сигналы катехоламина и αMSH индуцируют фосфорилирование CREB через путь PKA, в то время как сигнал лептина активирует STAT3 через путь киназы Janus 2 [1–4]. KLF10 / TIEG1, который экспрессируется в клетках CA77 и различных частях мозга взрослых крыс, стимулирует промотор препро-TRH крысы через сайт связывания KLF (KEM1, рис. 2A) [53]. Кроме того, экспрессия гена препро-TRH также стимулируется передачей сигналов протеинкиназы C (PKC) через сайт AP-1 [71] и, предположительно, GATA-RE (dr-GATA) [10].Хотя сайт 4, по-видимому, является незаменимым для T3-зависимого ингибирования, эта последовательность может быть физиологически релевантной [23], потому что ее мутация (сайт 4m) снижает активность базального промотора (рис. 4B). Таким образом, хотя профили их Т3-зависимой репрессии очень похожи [55], базальный уровень транскрипции гена препро-TRH отличается от уровня транскрипции гена TSHβ. Это может объяснить наблюдение, проведенное с участием 152 261 человека, в котором соотношение между ТТГ в сыворотке и свободным Т4 не является простой лог-линейной кривой [57], а вместо этого является перекрытием двух отрицательных сигмоидальных кривых [72].
Используя трансгенных мышей, Balkan et al. [47] сообщили, что последовательность ДНК между nt. -547 и nt. +84 гена препро-TRH крысы необходимы для активности этого гена в гипоталамусе. По мнению авторов, транскрипционная активность региона, охватывающего nt. -243 в нт. +84, по-видимому, намного выше в обонятельной луковице, чем в гипоталамусе [47]. Это не относится к нормальному мозгу крысы, где уровень экспрессии препро-TRH у первых примерно вдвое меньше, чем у вторых [73].Хотя сайт 4 (от -59 до нуклеотида -52) включен в эту область, Т3 не ингибирует экспрессию препро-TRH в обонятельной луковице крысы [73]. Таким образом, по крайней мере у крыс, для гипоталамус-специфической экспрессии и Т3-зависимого ингибирования этого гена может потребоваться область, расположенная выше nt. -243. Эта точка зрения согласуется с нашим наблюдением, что функциональный GATA-RE, dr-GATA, расположен между nt. -357 в нт. -352 (рис. 2А). Однако следует отметить, что только последовательность ДНК между nt. -150 и TSS в промоторе препро-TRH крысы (рис. 2А) является консервативным при сравнении с промотором человека [16].Более того, существуют значительные различия в структуре генов препро-TRH у разных позвоночных [16]. Например, последовательности ДНК генов препро-TRH млекопитающих имеют низкую гомологию с таковыми у земноводных, за исключением коротких последовательностей ДНК, кодирующих предшественники TRH. У лягушки именно CRH, а не TRH, в основном стимулирует экспрессию TSH из передней доли гипофиза, в то время как TRH активирует продукцию пролактина, что приводит к регуляции осмолярности [74]. У некоторых рыб Т3 не влияет на экспрессию синтеза TRH [75].В этом исследовании мы выбрали ген preproTRH крысы, но не мыши, потому что (i) анатомические и физиологические данные о гипоталамусе были накоплены у этого вида, (ii) сообщалось о картировании in vivo промотора preproTRH крысы [47] и (iii) факторы транскрипции, которые регулируют ген preproTRH крысы, были подробно охарактеризованы (рис. 2 и 8). С другой стороны, скрининг GATA-RE (ов) в генах препро-TRH различных видов с использованием плазмид экспрессии для дикого типа и мутантного GATA2 (рис. 2B) может дать представление об эволюции оси HPT [16 ].
Благодарности
Мы хотели бы глубоко поблагодарить докторов наук. Энтони Н. Холленбергу (Weill Cornell Medicine, Нью-Йорк, Нью-Йорк, Соединенные Штаты Америки) и Рэйко Окада (Университет Сидзуока, Япония) за обсуждение с нами этой работы. Мы также благодарны доктору Кадзухико Умесоно (Университет Киото, Япония) и доктору Масаюки Ямамото (Университет Тохоку, Япония) за предоставленные плазмиды, а также доктору Ясухару Канки (Университет Токио, Япония) и доктору Тошихико Яда (Jichi Medical University, Japan) за предоставление антител против GATA2 и против TRH соответственно.
Ссылки
- 1.
Холленберг АН. Роль нейрона тиреотропин-рилизинг-гормона (TRH) как метаболического сенсора. Thyroid: официальный журнал Американской ассоциации щитовидной железы. 2008. 18 (2): 131–9. Epub 2008/02/19. pmid: 18279013. - 2.
Нилльни Э.А. Регулирование нейронов гипоталамического тиреотропин-рилизинг-гормона (TRH) нейронами и периферическими входами. Границы нейроэндокринологии. 2010. 31 (2): 134–56. Epub 2010/01/16. pmid: 20074584. - 3.
Fekete C, Lechan RM. Центральная регуляция гипоталамо-гипофизарно-тиреоидной оси в физиологических и патофизиологических условиях. Эндокринные обзоры. 2014; 35 (2): 159–94. Epub 2014/01/16. pmid: 24423980. - 4.
Джозеф-Браво П., Хаймс-Хой Л., Чарли Дж. Достижения в передаче сигналов TRH. Обзоры эндокринных и метаболических расстройств. 2016; 17 (4): 545–58. Epub 2016/08/16. pmid: 27515033. - 5.
Sugrue ML, Велла KR, Моралес C, Lopez ME, Hollenberg AN.Ген тиреотропин-рилизинг-гормона регулируется тироидным гормоном на уровне транскрипции in vivo. Эндокринология. 2010. 151 (2): 793–801. Epub 2009/12/25. pmid: 20032051. - 6.
Ченг С.Ю., Леонард Дж. Л., Дэвис П. Дж.. Молекулярные аспекты действия гормонов щитовидной железы. Эндокринные обзоры. 2010. 31 (2): 139–70. Epub 2010/01/07. pmid: 20051527. - 7.
Абель Э.Д., Ахима Р.С., Буры М.Э., Эльмквист Дж. К., Уондисфорд ИП. Критическая роль рецептора тироидного гормона бета2 в регуляции паравентрикулярных нейронов тиреотропин-рилизинг-гормона.J Clin Invest. 2001. 107 (8): 1017–23. pmid: 11306605. - 8.
Сасаки С., Мацусита А., Курода Г., Накамура Н. М., Оки Ю., Суда Т. Механизм отрицательной регуляции транскрипции гормоном щитовидной железы: уроки из гена субъединицы бета тиротропина. Витамины и гормоны. 2018; 106: 97–127. Epub 2018/02/07. pmid: 29407449. - 9.
Умесоно К., Мураками К.К., Томпсон С.К., Эванс Р.М. Прямые повторы как элементы избирательного ответа для рецепторов гормона щитовидной железы, ретиноевой кислоты и витамина D3.Клетка. 1991. 65 (7): 1255–66. Epub 1991/06/28. pmid: 1648450. - 10.
Охба К., Сасаки С., Мацусита А., Иваки Х., Мацунага Х., Сузуки С. и др. GATA2 опосредует индуцированную тиреотропин-высвобождающим гормоном активацию транскрипции гена тиреотропина бета. ПлоС один. 2011; 6 (4): e18667. Epub 2011/05/03. pmid: 21533184. - 11.
Шупник М.А. Гормон щитовидной железы подавление экспрессии гена гормона гипофиза. Обзоры эндокринных и метаболических расстройств. 2000. 1 (1–2): 35–42.Epub 2001/11/14. pmid: 11704990. - 12.
Хоерманн Р., Мидгли Дж. Э., Лариш Р., Дитрих Дж. В.. Последние достижения в регулировании гормонов щитовидной железы: к новой парадигме оптимальной диагностики и лечения. Границы эндокринологии. 2017; 8: 364. Epub 2018/01/30. pmid: 29375474. - 13.
Wondisford FE, Farr EA, Radovick S, Steinfelder HJ, Moates JM, McClaskey JH и др. Подавление тироидным гормоном экспрессии гена бета-субъединицы тиреотропина человека опосредуется цис-действующим элементом, расположенным в первом экзоне.Журнал биологической химии. 1989. 264 (25): 14601–4. Epub 1989/09/05. pmid: 2768233. - 14.
Коэн RN, Wondisford FE. Химия и биосинтез тиротропина. Вернер и Ингбар «Щитовидная железа». 2012; десятое издание: стр. 149–61. - 15.
Холленберг А.Н., Монден Т., Флинн Т.Р., Бурс М.Э., Коэн О., Ф. Вондисфорд. Ген тиреотропин-рилизинг-гормона человека регулируется гормоном щитовидной железы посредством двух различных классов элементов отрицательного ответа на гормон щитовидной железы.Молекулярная эндокринология (Балтимор, Мэриленд). 1995. 9 (5): 540–50. Epub 1995/05/01. pmid: 7565802. - 16.
Уоллис М. Молекулярная эволюция предшественника тиреотрофин-рилизинг гормона у позвоночных: выводы из сравнительной геномики. Журнал нейроэндокринологии. 2010. 22 (6): 608–19. Epub 2010/03/20. pmid: 20298454. - 17.
Уилбер Дж. Ф., Фенг П., Ли КЛ, Ши Зи. Ген тиреотропин-рилизинг-гормона: дифференциальная регуляция, экспрессия и функция в гипоталамусе и двух неожиданных внегипоталамических локусах, сердце и яичках.Тенденции в эндокринологии и метаболизме: ТЕМ. 1996. 7 (3): 93–100. Epub 1996/04/01. pmid: 18406732. - 18.
Бурбах JP. Регуляция промоторов генов гипоталамических пептидов. Границы нейроэндокринологии. 2002. 23 (4): 342–69. Epub 2002/10/17. pmid: 12381330. - 19.
Диаз-Галлардо М.Ю., Кот-Велес А., Карреон-Родригес А., Чарли Д.Л., Джозеф-Браво П. Фосфорилированный белок, связывающий элемент циклического АМФ-ответа, и рецептор тироидного гормона имеют независимые ответные элементы в промоторе крысиного тиреотропин-рилизинг-гормона: анализ на клетки гипоталамуса.Нейроэндокринология. 2010. 91 (1): 64–76. Epub 2009/07/16. pmid: 19602869. - 20.
Penvose A, Keenan JL, Bray D, Ramlall V, Siggers T. Всестороннее исследование связывания ядерной ДНК рецептора обеспечивает пересмотренную основу для понимания специфичности рецептора. Связь природы. 2019; 10 (1): 2514. Epub 2019/06/09. pmid: 31175293. - 21.
Туровска О., Науман А., Петрзак М., Поплавски П., Мастер А., Нигард М. и др. Сверхэкспрессия E2F1 в светлоклеточном почечно-клеточном раке: потенциальное влияние ошибочной регуляции ядерными рецепторами тироидных гормонов.Thyroid: официальный журнал Американской ассоциации щитовидной железы. 2007. 17 (11): 1039–48. Epub 2007/10/04. pmid: 174.
- 22.
Pietrzak M, Puzianowska-Kuznicka M. Трийодтиронин использует фосфатидилинозитол-3-киназный путь для активации антиапоптотического миелоидноклеточного лейкоза-1. Журнал молекулярной эндокринологии. 2008. 41 (3): 177–86. Epub 2008/06/17. pmid: 18552129. - 23.
Харрис М., Ашкенази С., Элиас К.Ф., Чандранкуннель А., Ниллни Е.А., Бьорбек С. и др. Транскрипционная регуляция гена тиреотропин-рилизинг-гормона с помощью передачи сигналов лептина и меланокортина.J Clin Invest. 2001. 107 (1): 111–20. Epub 2001/01/03. pmid: 11134186. - 24.
Форрест Д., Ханебут Э., Смейн Р.Дж., Эвердс Н., Стюарт К.Л., Венер Дж.М. и др. Рецессивная резистентность к гормону щитовидной железы у мышей, у которых отсутствует рецептор гормона щитовидной железы бета: данные о тканеспецифической модуляции функции рецептора. Эмбо Дж. 1996; 15 (12): 3006–15. pmid: 8670802. - 25.
Gothe S, Wang Z, Ng L, Kindblom JM, Barros AC, Ohlsson C и др. Мыши, лишенные всех известных рецепторов гормонов щитовидной железы, жизнеспособны, но демонстрируют нарушения системы гипофиз — щитовидная железа, роста и созревания костей.Гены и развитие. 1999. 13 (10): 1329–41. Epub 1999/05/27. pmid: 10346821. - 26.
Накано К., Мацусита А., Сасаки С., Мисава Х., Нишияма К., Кашивабара Ю. и др. Зависимая от тиреоидных гормонов негативная регуляция гена тиреотропина бета рецепторами тироидных гормонов: исследование с новой экспериментальной системой с использованием клеток CV1. Биохимический журнал. 2004. 378 (Pt 2): 549–57. Epub 2003/11/13. pmid: 14611644. - 27.
Дасен Дж.С., О’Коннелл С.М., Флинн С.Е., Трейер М., Глейберман А.С., Сзето Д.П. и др.Взаимные взаимодействия Pit1 и GATA2 опосредуют индуцированное сигнальным градиентом определение типов клеток гипофиза. Клетка. 1999. 97 (5): 587–98. pmid: 10367888. - 28.
Дженсен Ф.К., Жирарди А.Дж., Гилден Р.В., Копровски Х. Инфекция культур тканей человека и обезьян вирусом саркомы Рауса. Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки. 1964; 52: 53–9. Epub 1964/07/01. pmid: 141.
- 29.
Matsushita A, Sasaki S, Kashiwabara Y, Nagayama K, Ohba K, Iwaki H и др.Существенная роль GATA2 в негативной регуляции гена тиреотропина бета гормоном щитовидной железы и его рецепторами. Молекулярная эндокринология (Балтимор, Мэриленд). 2007. 21 (4): 865–84. Epub 2007/01/25. pmid: 17244762. - 30.
Мишо Дж. Л., Розенквист Т., Мэй Н. Р., Фан СМ. Для развития нейроэндокринных клонов необходим фактор транскрипции bHLH-PAS SIM1. Гены и развитие. 1998. 12 (20): 3264–75. Epub 1998/10/24. pmid: 9784500. - 31.
Лю Ц., Гошу Э, Уэллс А, Фан СМ.Идентификация нижестоящих мишеней SIM1 и ARNT2, пары факторов транскрипции, необходимых для дифференцировки нейроэндокринных клеток. Журнал биологической химии. 2003. 278 (45): 44857–67. Epub 2003/08/30. pmid: 12947113. - 32.
Канки Ю., Кохро Т., Цзян С., Цуцуми С., Мимура И., Суэхиро Дж. И др. Эпигенетически скоординированное связывание GATA2 необходимо для специфической для эндотелия экспрессии эндомуцина. Embo j. 2011. 30 (13): 2582–95. Epub 2011/06/15. pmid: 21666600. - 33.Коно Д., Наката М., Маэдзима Ю., Симидзу Х., Седбазар Ю., Йошида Н. и др. Нейроны несфатина-1 в паравентрикулярном и супраоптическом ядрах гипоталамуса крысы коэкспрессируют окситоцин и вазопрессин и активируются при возобновлении питания. Эндокринология. 2008. 149 (3): 1295–301. Epub 2007/12/01. pmid: 18048495.
- 34.
Йео Ш., Кайл В., Блует С., Джонс С., Колледж У. Отображение входов нейронов в нейроны Kiss1 в дугообразном ядре мыши. ПлоС один. 2019; 14 (3): e0213927. Epub 2019/03/28.pmid: 308.
- 35.
Каджи Х., Такекоши С., Мияи С., Икеда Т., Кимура С., Осамура Р. Я. Диетическая соя увеличивает выработку гормона гипофиза, зависимую от Pit-1, у крыс с дефицитом йода. Журнал молекулярной гистологии. 2005. 36 (4): 265–74. Epub 2005/10/04. pmid: 16200459. - 36.
Тиллман Дж.Б., Крон Д.Е., Ким Х.С., Спранг К.Н., Шпиндлер С.Р. Независимое от промотора подавление гена люциферазы светлячка рецепторами Т3 и Т3 в клетках CV1. Молекулярная и клеточная эндокринология.1993. 95 (1–2): 101–9. pmid: 8243799. - 37.
Майя А.Л., Киффер Дж. Д., Харни Дж. В., Ларсен ПР. Влияние введения 3,5,3′-трийодтиронина (Т3) на экспрессию гена dio1 и метаболизм Т3 у нормальных мышей и мышей с дефицитом дейодиназы 1 типа. Эндокринология. 1995. 136 (11): 4842–9. pmid: 7588215. - 38.
Майя А.Л., Харни Дж. В., Ларсен ПР. Есть ли отрицательный TRE в кДНК репортера люциферазы? Thyroid: официальный журнал Американской ассоциации щитовидной железы. 1996. 6 (4): 325–8.pmid: 8875755. - 39.
Чан И.Х., Боровский А.Д., Привальский М.Л. Предупреждение относительно использования pBi-L и родственных люциферазных / трансгенных векторов в изучении эндокринологии щитовидной железы. Thyroid: официальный журнал Американской ассоциации щитовидной железы. 2008. 18 (6): 665–6. pmid: 18578620. - 40.
Лю Ю.Ю., Брент Г.А. Скрытые последовательности в векторах репортерных генов затрудняют исследования регулируемой Т3 негативной экспрессии гена. Thyroid: официальный журнал Американской ассоциации щитовидной железы.2008. 18 (6): 593–5. pmid: 18578606. - 41.
Мисава Х., Сасаки С., Мацусита А., Охба К., Иваки Х., Мацунага Х. и др. Лигандированный рецептор гормона щитовидной железы ингибирует индуцированную форболом 12-O-тетрадеканоат-13-ацетат энхансерную активность посредством кДНК люциферазы светлячка. ПлоС один. 2012; 7 (1): e28916. Epub 2012.01.19. pmid: 22253701. - 42.
Лопес Дж., Шауфеле Ф., Уэбб П., Холлоуэй Дж. М., Бакстер Дж. Д., Кушнер П. Дж.. Положительная и отрицательная модуляция действия Jun рецептором гормона щитовидной железы в уникальном сайте AP1.Mol Cell Biol. 1993. 13 (5): 3042–9. pmid: 8474460. - 43.
Muszynski M, Birnbaum RS, Roos BA. Глюкокортикоиды стимулируют продукцию секреторных пептидов, полученных из препрокальцитонина, клеточной линией медуллярной карциномы щитовидной железы крысы. Журнал биологической химии. 1983; 258 (19): 11678–83. Epub 1983/10/10. pmid: 6311819. - 44.
Канда Ю. Исследование свободно доступного простого в использовании программного обеспечения «EZR» для медицинской статистики. Трансплантация костного мозга. 2013. 48 (3): 452–8.Epub 2012/12/05. pmid: 23208313. - 45.
Гошу Э., Джин Х., Лавджой Дж., Марион Дж. Ф., Мишо Дж. Л., Фан СМ. Sim2 способствует экспрессии гена нейроэндокринного гормона в переднем гипоталамусе. Молекулярная эндокринология (Балтимор, Мэриленд). 2004. 18 (5): 1251–62. Epub 2004/02/28. pmid: 14988428. - 46.
Szarek E, Cheah PS, Schwartz J, Thomas P. Молекулярная генетика развивающегося нейроэндокринного гипоталамуса. Молекулярная и клеточная эндокринология. 2010. 323 (1): 115–23. Epub 2010/04/14.pmid: 20385202. - 47.
Балкан В., Тавианини М.А., Гконос П.Дж., Роос Б.А. Для экспрессии гена тиротропин-рилизинг-гормона крысы (TRH) в тканях трансгенных мышей, продуцирующих TRH, необходимы последовательности, расположенные в экзоне 1. Эндокринология. 1998. 139 (1): 252–9. Epub 1998/01/08. pmid: 9421422. - 48.
Ко LJ, Engel JD. Специфичность связывания ДНК семейства факторов транскрипции GATA. Mol Cell Biol. 1993. 13 (7): 4011–22. Epub 1993/07/01. pmid: 8321208. - 49.
Мацунага Х., Сасаки С., Сузуки С., Мацусита А., Накамура Х., Накамура Х. М. и др.Существенная роль GATA2 в отрицательной регуляции гена дейодиназы типа 2 лигандированным рецептором тироидного гормона бета2 у Thyrotroph. ПлоС один. 2015; 10 (11): e0142400. Epub 2015/11/17. pmid: 26571013. - 50.
Севарино К.А., Ву П., Джексон И.М., Роос Б.А., Мандель Г., Гудман Р.Х. Биосинтез тиреотропин-рилизинг гормона клеточной линией медуллярной карциномы щитовидной железы крысы. Журнал биологической химии. 1988. 263 (2): 620–3. Epub 1988/01/15. pmid: 3121619. - 51.
Тавианини М.А., Гконос П.Дж., Лампе Т.Х., Роос Б.А.Дексаметазон стимулирует выработку тиреотропин-рилизинг-гормона в линии С-клеток. Молекулярная эндокринология (Балтимор, Мэриленд). 1989. 3 (4): 605–10. Epub 1989/04/01. pmid: 2471071. - 52.
Севарино К.А., Гудман Р.Х., Списс Дж., Джексон И.М., Ву П. Обработка предшественников тиротропин-рилизинг-гормона (TRH). Характеристика зрелых пептидов TRH и не-TRH, синтезируемых трансфицированными клетками млекопитающих. Журнал биологической химии. 1989. 264 (36): 21529–35. Epub 1989/12/25. pmid: 2513321. - 53.
Мартинес-Армента М., Диас де Леон-Герреро С., Каталан А., Альварес-Арельяно Л., Урибе Р. М., Субраманиам М. и др. TGFbeta2 регулирует экспрессию Trh в гипоталамусе посредством индуцируемого TGFbeta раннего гена-1 (TIEG1) во время внутриутробного развития. Молекулярная и клеточная эндокринология. 2015; 400: 129–39. Epub 2014/12/03. pmid: 25448845. - 54.
Lezoualc’h F, Hassan AH, Giraud P, Loeffler JP, Lee SL, Demeneix BA. Отнесение рецептора бета-тироидного гормона к 3,5,3′-трийодтиронин-зависимому ингибированию транскрипции с промотора тиреотропин-рилизинг-гормона в нейронах гипоталамуса кур.Молекулярная эндокринология (Балтимор, Мэриленд). 1992. 6 (11): 1797–804. Epub 1992/11/01. pmid: 1480171. - 55.
Lechan RM, Kakucska I. Регулирование обратной связи экспрессии гена тиреоидного гормона тироидным гормоном в паравентрикулярном ядре гипоталамуса. Симпозиум Ciba Foundation. 1992; 168: 144–58; обсуждение 58–64. Epub 1992/01/01. pmid: 1425022. - 56.
Нолан Л.А., Томас С.К., Леви А. Разрешающие эффекты гормонов щитовидной железы на митотическую активность передней доли гипофиза крыс.Журнал эндокринологии. 2004. 180 (1): 35–43. Epub 2004/01/08. pmid: 14709142. - 57.
Ларсен PR, Дэвис Т.Ф., Schlumberger MJ, Hay ID. Физиология щитовидной железы и диагностическая оценка пациентов с заболеваниями щитовидной железы. Учебник эндокринологии Уильямса. 2015; Тринадцатое издание: стр. 334–68. - 58.
Kakucska I, Rand W, Lechan RM. Экспрессия гена тиротропин-рилизинг-гормона в паравентрикулярном ядре гипоталамуса зависит от регуляции обратной связи как трийодтиронином, так и тироксином.Эндокринология. 1992; 130 (5): 2845–50. Epub 1992/05/01. pmid: 1572297. - 59.
Бресник Э. Х., Кацумура К. Р., Ли Х. Ю., Джонсон К. Д., Перкинс А. С.. Освойте регуляторные факторы транскрипции GATA: механистические принципы и новые связи с гематологическими злокачественными новообразованиями. Исследование нуклеиновых кислот. 2012. 40 (13): 5819–31. Epub 2012/04/12. pmid: 224.
- 60.
Хирахара Н., Накамура Х.М., Сасаки С., Мацусита А., Охба К., Курода Г. и др. Лигандированный рецептор Т3 бета2 ингибирует ауторегуляцию положительной обратной связи гена GATA2, фактора транскрипции, критически важного для продукции тиреотропина.ПлоС один. 2020; 15 (1): e0227646. Epub 2020.01.16. pmid: 31940421. - 61.
Uribe RM, Zacarias M, Corkidi G, Cisneros M, Charli JL, Joseph-Bravo P. 17бета-эстрадиол косвенно подавляет экспрессию тиреотропин-рилизинг-гормона в паравентрикулярном ядре гипоталамуса крыс-самок и притупляет реакцию оси щитовидной железы на воздействие холода. Журнал нейроэндокринологии. 2009. 21 (5): 439–48. Epub 2009/03/24. pmid: 192.
- 62.
Нагаяма К., Сасаки С., Мацусита А., Охба К., Иваки Х., Мацунага Х. и др.Ингибирование GATA2-зависимой трансактивации гена TSHbeta лиганд-связанным рецептором эстрогена альфа. Журнал эндокринологии. 2008. 199 (1): 113–25. Epub 2008/07/26. pmid: 18653622. - 63.
Фэн П., Ли КЛ, Сато Т., Уилбер Дж. Ф. Зависимые и независимые от лиганда (Т3) эффекты рецепторов гормонов щитовидной железы на транскрипцию гена TRH человека в клетках нейробластомы. Сообщения о биохимических и биофизических исследованиях. 1994; 200 (1): 171–7. Epub 1994/04/15. pmid: 8166684. - 64.Ланглуа М.Ф., Зангер К., Монден Т., Сейфер Дж.Д., Холленберг А.Н., Вондисфорд Ф.Э. Уникальная роль изоформы рецептора бета-2 гормона щитовидной железы в отрицательной регуляции гормоном щитовидной железы. Картирование нового аминоконцевого домена, важного для лиганд-независимой активации. Журнал биологической химии. 1997. 272 (40): 24927–33. Epub 1997/10/06. pmid:
- 65.
Клифтон-Блай Р.Дж., де Зегер Ф., Вагнер Р.Л., Коллингвуд Т.Н., Франсуа I, Ван Хелвойрт М. и др. Новая мутация TR бета (R383H) в резистентности к синдрому тироидных гормонов преимущественно нарушает высвобождение корепрессора и негативную регуляцию транскрипции.Молекулярная эндокринология (Балтимор, Мэриленд). 1998. 12 (5): 609–21. Epub 1998/05/30. pmid: 9605924. - 66.
Guissouma H, Becker N, Seugnet I, Demeneix BA. Транскрипционная репрессия функции промотора TRH с помощью Т3: анализ путем переноса гена in vivo. Биохимия и клеточная биология = Biochimie et biologie cellulaire. 2000. 78 (3): 155–63. Epub 2000/08/19. pmid: 10949071. - 67.
Guissouma H, Dupre SM, Becker N, Jeannin E, Seugnet I, Desvergne B и др. Обратная связь по транскрипции гипоталамического TRH зависит от N-конца рецептора тироидного гормона.Молекулярная эндокринология (Балтимор, Мэриленд). 2002. 16 (7): 1652–66. Epub 29.06.2002. pmid: 12089358. - 68.
Decherf S, Seugnet I, Becker N, Demeneix BA, Clerget-Froidvaux MS. Подтипы ретиноевого X-рецептора оказывают различное влияние на регуляцию транскрипции Trh. Молекулярная и клеточная эндокринология. 2013. 381 (1–2): 115–23. Epub 2013/07/31. pmid: 23896434. - 69.
Guissouma H, Ghaddab-Zroud R, Seugnet I, Decherf S, Demeneix B, Clerget-Froidvaux MS. TR альфа 2 оказывает доминирующее негативное влияние на транскрипцию Trh в гипоталамусе in vivo.ПлоС один. 2014; 9 (4): e95064. Epub 2014/04/22. pmid: 24747825. - 70.
Иваки Х., Сасаки С., Мацусита А, Охба К., Мацунага Х., Мисава Х. и др. Существенная роль факторов транскрипции домена ТЕА в негативной регуляции гена MYH 7 гормоном щитовидной железы и его рецепторами. ПлоС один. 2014; 9 (4): e88610. Epub 2014/05/02. pmid: 24781449. - 71.
Кот-Велес А., Перес-Мартинес Л., Чарли Дж. Л., Джозеф-Браво П. Пути PKC и ERK / MAPK регулируют действие глюкокортикоидов на транскрипцию TRH.Нейрохимические исследования. 2008. 33 (8): 1582–91. Epub 2008/04/23. pmid: 18427988. - 72.
Хэдлоу NC, Ротакер KM, Wardrop R, Brown SJ, Lim EM, Walsh JP. Взаимосвязь между ТТГ и свободным Т (4) в большой популяции сложна и нелинейна и различается в зависимости от возраста и пола. Журнал клинической эндокринологии и метаболизма. 2013. 98 (7): 2936–43. Epub 2013/05/15. pmid: 23671314. - 73.
Урибе Р.М., Джозеф-Браво П., Понсе Дж., Сиснерос М., Асевес К., Чарли Дж. Л. Влияние тироидного статуса на метаболизм TRH в обонятельной луковице крыс.Пептиды. 1994. 15 (3): 435–9. Epub 1994/01/01. pmid: 7937315. - 74.
Окада Р., Ямамото К., Кода А., Ито Ю., Хаяси Х., Танака С. и др. Разработка радиоиммуноанализа на тиреотропный гормон лягушки-быка (ТТГ): влияние гипоталамических рилизинг-гормонов на высвобождение ТТГ из гипофиза in vitro. Общая и сравнительная эндокринология. 2004. 135 (1): 42–50. Epub 2003/12/04. pmid: 14644643. - 75.
Огава С., Нг К.В., Сюэ Х, Рамадасан П.Н., Шивалингам М., Ли С. и др.Гормон щитовидной железы активирует ген гипоталамического поцелуя2 в мужской нильской тилапии, Oreochromis niloticus. Границы эндокринологии. 2013; 4: 184. Epub 2013/12/11. pmid: 24324459.
95.
Контроль эндокринной активности
Контроль эндокринной активности
Физиологические эффекты гормонов во многом зависят от их концентрации в крови и внеклеточной жидкости. Почти неизбежно заболевание возникает, когда концентрация гормонов либо слишком высока, либо слишком низка, и поэтому точный контроль над концентрацией гормонов в кровотоке имеет решающее значение.
Концентрация гормона, наблюдаемая клетками-мишенями, определяется тремя факторами:
- Скорость производства: Синтез и секреция гормонов являются наиболее строго регулируемым аспектом эндокринного контроля. Такое управление опосредуется цепями положительной и отрицательной обратной связи, как более подробно описано ниже.
- Скорость доставки: Примером этого эффекта является приток крови к органу-мишени или группе клеток-мишеней — высокий кровоток доставляет больше гормонов, чем низкий кровоток.
- Скорость разложения и выведения: Гормоны, как и все биомолекулы, имеют характерную скорость распада, метаболизируются и выводятся из организма несколькими путями. Прекращение секреции гормона с очень коротким периодом полураспада вызывает резкое падение концентрации циркулирующего гормона, но если биологический период полужизни гормона большой, эффективные концентрации сохраняются в течение некоторого времени после прекращения секреции.
Контроль выработки гормонов с обратной связью
Цепи обратной связи лежат в основе большинства механизмов контроля в физиологии и особенно важны в эндокринной системе.Примеры положительной обратной связи, безусловно, случаются, но отрицательная обратная связь встречается гораздо чаще.
Отрицательная обратная связь наблюдается, когда выход пути подавляет входы пути. Система отопления в вашем доме представляет собой простую цепь с отрицательной обратной связью. Когда печь производит достаточно тепла, чтобы поднять температуру выше заданного значения термостата, термостат срабатывает и отключает печь (тепло отводится обратно на источник тепла). Когда температура снова падает ниже заданного значения, отрицательная обратная связь исчезает, и печь снова включается.
Петли обратной связи широко используются для регулирования секреции гормонов в гипоталамо-гипофизарной системе. Важным примером отрицательной обратной связи является контроль секреции гормонов щитовидной железы. Гормоны щитовидной железы тироксин и трийодтиронин («Т4 и Т3») синтезируются и секретируются щитовидной железой и влияют на обмен веществ во всем организме. Основные механизмы управления в этой системе (показаны справа):
- Нейроны в гипоталамусе выделяют тироид-рилизинг-гормон (TRH), который стимулирует клетки передней доли гипофиза вырабатывать тиреотропный гормон (TSH).
- ТТГ связывается с рецепторами эпителиальных клеток щитовидной железы, стимулируя синтез и секрецию гормонов щитовидной железы, которые влияют, вероятно, на все клетки организма.
- Когда концентрация гормонов щитовидной железы в крови повышается выше определенного порога, нейроны гипоталамуса, секретирующие TRH, подавляются и перестают секретировать TRH. Это пример «отрицательной обратной связи».
Ингибирование секреции ТРГ приводит к отключению секреции ТТГ, что приводит к отключению секреции гормонов щитовидной железы.Когда уровень гормона щитовидной железы падает ниже порогового значения, отрицательная обратная связь снимается, секреция ТРГ начинается снова, что приводит к секреции ТТГ.
Другой тип обратной связи наблюдается в эндокринных системах, которые регулируют концентрацию компонентов крови, таких как глюкоза. Выпейте стакан молока или съешьте шоколадный батончик, и произойдет следующая (упрощенная) серия событий:
- Глюкоза из проглоченной лактозы или сахарозы всасывается в кишечнике, и уровень глюкозы в крови повышается.
- Повышение концентрации глюкозы в крови стимулирует эндокринные клетки поджелудочной железы к высвобождению инсулина.
- Инсулин в основном способствует проникновению глюкозы во многие клетки организма — в результате уровень глюкозы в крови падает.
- Когда уровень глюкозы в крови достаточно падает, стимул для высвобождения инсулина исчезает, и инсулин больше не секретируется.
Многочисленные другие примеры конкретных контуров эндокринной обратной связи представлены в разделах, посвященных конкретным гормонам или эндокринным органам.
Профили гормонов: концентрация со временем
Одним из важных следствий контроля обратной связи, который регулирует концентрацию гормонов, и того факта, что гормоны имеют ограниченную продолжительность жизни или период полураспада, является то, что большинство гормонов секретируются «импульсами». На следующем графике показаны концентрации лютеинизирующего гормона в крови суки в течение 8 часов, а образцы собираются каждые 15 минут:
Пульсирующий характер секреции лютеинизирующего гормона у этого животного очевиден.Лютеинизирующий гормон секретируется передней долей гипофиза и критически участвует в репродуктивной функции; частота и амплитуда импульсов сильно различаются на разных этапах репродуктивного цикла.
Что касается клинической эндокринологии, изучение графика должно также продемонстрировать осторожность, необходимую при интерпретации эндокринных данных, основанных на изолированных образцах.
Пульсирующий паттерн секреции наблюдается практически для всех гормонов с вариациями характеристик пульса, которые отражают определенные физиологические состояния.В дополнение к кратковременным импульсам, обсуждаемым здесь, также часто наблюдаются долгосрочные временные колебания или эндокринные ритмы, которые, несомненно, важны как при нормальных, так и при патологических состояниях.
ФУНКЦИЯ ЩИТОВИДНОЙ ЖЕЛЕЗЫ
ФУНКЦИЯ ЩИТОВИДНОЙ ЖЕЛЕЗЫ
ФУНКЦИЯ ЩИТОВИДНОЙ ЖЕЛЕЗЫ
Щитовидная железа — двусторонний орган, соединяющий нижнюю часть гортани и верхнюю часть трахеи узким перешейком. Третья пирамидальная доля, остаток щитовидно-язычного протока, не является чем-то необычным. Как один из наиболее васкуляризованных эндокринов, он получает кровь из верхних тироидных артерий, ветвей наружной сонной артерии, и отводится соответствующими венами во внутреннюю яремную вену.У нормальных людей васкуляризация, размер и микроскопические структуры меняются в зависимости от уровня тропного гормона гипофиза, тиреотропного гормона (ТТГ) или тиреотропина, питания, температуры, пола и возраста.
Функциональные единицы щитовидной железы — это множественные фолликулы различного размера, образованные одним слоем эпителиальных клеток, заполненных коллоидом (белковый материал, содержащий тиреоглобулин, гликопротеин, необходимый для синтеза Т3 и Т4). При большом увеличении клеточная поверхность, выстилающая фолликул, богата микроворсинками, которые выступают в просвет фолликула, где секретируется коллоид; гормоны секретируются в кровь на противоположном полюсе базальных клеток, примыкающем к богатой капиллярной сети.
Контроль щитовидной железы не может рассматриваться изолированно, но должен рассматриваться в контексте:
1. регуляции гипоталамо-гипофизарной оси,
2 метаболизма тироидных гормонов и
3. взаимодействий с рецепторами в клетках-мишенях.
Эти связанные уровни интеграции можно кратко описать следующим образом:
1. На уровне гипоталамуса тиреотропин-рилизинг-гормон или ТРГ, трипептид, секретируется в портальные капилляры, передавая секретированный ТРГ в переднюю долю гипофиза.Там ТРГ стимулирует тиреотропы передней доли, чтобы синтезировать и высвобождать тиреотропный гормон или тиреотропин, или ТТГ. Секреция ТТГ, в свою очередь, подавляется отрицательной обратной связью гормонов щитовидной железы и стимулируется или подавляется стимулами из высших мозговых центров в ответ на изменения окружающей среды.
2. На уровне гипофиза ТТГ представляет собой гликопротеин, секретируемый базофильными тиреотропами. Секреция ТТГ регулируется отрицательной обратной связью гормонов щитовидной железы, т.е.е. чем выше уровни этих гормонов в сыворотке, тем ниже высвобождение ТТГ и наоборот, и стимуляция ТРГ. В отсутствие ТТГ (например, при гипофизэктомии у экспериментальных животных) функция щитовидной железы снижается и щитовидная железа атрофируется; введение ТТГ стимулирует работу щитовидной железы и увеличивает циркулирующий уровень гормонов щитовидной железы.
3. На уровне щитовидной железы гормоны щитовидной железы, тироксин, Т4, трийодтиронин, Т3 и, в гораздо меньшей степени, обратный Т3, rT3, представляют собой йодтиронины, йодсодержащие производные аминокислоты тирозина.Они синтезируются путем йодирования и конденсации тирозильных остатков молекул тиреоглобулина, хранящихся в коллоиде фолликула щитовидной железы. Йодированный тиреоглобулин проникает в клетки щитовидной железы путем эндоцитоза и там гидролизуется с высвобождением Т4 и Т3, которые попадают в кровоток. Клетки щитовидной железы содержат рецепторы ТТГ. Связывание ТТГ с его рецепторами активирует фермент аденилатциклазу с увеличением внутриклеточного цАМФ. Большинство действий ТТГ опосредовано повышением цАМФ, но некоторые зависят от стимуляции фосфолипидов клеточной мембраны.
Основным секретируемым продуктом щитовидной железы является Т4, тогда как Т3 секретируется только в небольших количествах и происходит в основном за счет периферического дейодирования Т4. Одна треть циркулирующего Т4 превращается в Т3 в периферических тканях. Оба гормона присутствуют в сыворотке крови либо в связанном с белками, либо в свободном состоянии. Т3 менее тесно связан с белками плазмы, чем Т4, и поэтому более доступен для клеточного поглощения. Свободный гормон является биологически активным и взаимодействует со специфическими рецепторами, расположенными в мембране, митохондриях, цитоплазме и ядре чувствительных клеток.Т3 связывается с ядерными рецепторами в гораздо большей степени, чем Т4, следовательно, Т3 более быстро и биологически активен, чем Т4.